Fósforo em cronossequência de cana-de-açúcar queimada no cerrado goiano: análise de ácidos húmicos por RMN de 31P

Phosphorus in chronosequence of burnt sugar cane in cerrado: humic acid analysis by 31P NMR

humic substances; vinasse; organic phosphorus

ARTIGO

Fósforo em cronossequência de cana-de-açúcar queimada no cerrado goiano - análise de ácidos húmicos por RMN de ³¹P

Phosphorus in chronosequence of burnt sugar cane in cerrado - humic acid analysis by ³¹P NMR

Celeste Q. Rossi^I; Marcos G. Pereira^I,*; Andrés C. García^I; Adriano Perin^II; Paulo R. Gazolla^II; Antonio P. González^III

^IDepartamento de Solos, Universidade Federal Rural do Rio de Janeiro, 23890-000 Seropédica - RJ, Brasil

^IIInstituto Federal de Educação, Ciência e Tecnologia Goiano, Campus Rio Verde, 75901-970 Rio Verde - GO, Brasil

^IIIFacultad de Ciencias, Universidade da Coruña, 15071 La Coruña, ES

ABSTRACT

The aim of this study was to identify, with the use of ³¹P NMR spectroscopy, organic P species in humic acids (HA) in samples from Oxisol cultivated in chronosequence with sugar cane, pasture and Cerrado. The main forms of P-type found were orthophosphate, monoester-P (phosphate sugars) and P-diester (orthophosphate). The ³¹P NMR technique proved capable of identifying changes in the areas studied as a function of sugar cane burning time. In areas with 1 and 5 years of burnt cane, a decrease in recalcitrant organic P in humic acids indicated the need for use of P-humic substances for plant nutrition.

Keywords: humic substances; vinasse; organic phosphorus.

INTRODUÇÃO

No tocante às limitações relacionadas à fertilidade do solo, para o fósforo (P), essas podem ser divididas da seguinte forma: as decorrentes dos baixos teores desse nutriente no solo, valores geralmente entre 10 a 25% quando comparado ao nitrogênio; as relacionadas à baixa solubilidade dos compostos de P comumente encontrados nos solos, tornando-o muito pouco disponível à absorção pelas plantas; e, finalmente, aquelas que dizem respeito às mudanças para formas não-lábeis (fixação). Nesse último caso, compostos não reativos são formados e, do total de fertilizante aplicado, em geral, somente uma pequena fração de P pode ser absorvido pelas plantas.¹

Latossolos com altos teores de argila localizados na região do Cerrado brasileiro podem adsorver mais de 2 mg cm^-3 de P, o que equivale a 4.000 kg ha^-1 de P, ou seja, 9.200 kg ha^-1 de P₂O₅ incorporados a 0-0,20 m de profundidade. Metade desse valor pode ser fixada (P não-lábil) em até um mês de contato com o solo.² Nesse cenário, a participação do fósforo orgânico pode constituir até 80% do P total do solo.³ Entretanto, sua ciclagem e disponibilidade ainda são pouco estudadas.⁴ Uma importante função da matéria orgânica do solo é o fornecimento de nutrientes às plantas, principalmente em relação ao P, elemento limitante ao desenvolvimento das culturas de importância econômica em solos altamente intemperizados de ambientes tropicais como o cerrado.⁵

Segundo Correia e Alleoni,⁶ o sistema de colheita da cana-de-açúcar com queima prévia da palhada resulta na diminuição dos teores de carbono orgânico e da fertilidade do solo quando comparado com o sistema de colheita da cana crua. Nesse sistema são depositados, sobre o solo, de 10 a 15 Mg ha^-1 por ano de palha, cuja decomposição afeta o ciclo do carbono e a dinâmica da matéria orgânica.⁷ A derrubada e queima da vegetação nativa, seguida do cultivo do solo no processo de conversão do Cerrado em agrossistema, resultam em mudanças na dinâmica da matéria orgânica do solo (MOS) e aumento da emissão de gases do efeito estufa para a atmosfera.⁸

A grande variedade de compostos orgânicos no solo faz com que mais da metade das formas de fósforo orgânico ainda não tenha sido identificada. A importância relativa do P orgânico (Po) na nutrição das plantas aumenta quando há deficiência de P, resultante dos baixos teores totais e, ou, forte adsorção de P pelos oxihidróxidos de Fe e Al no solo. A principal forma já identificada são os fosfatos de inositol, que compõem de 10 a 80% do fósforo orgânico total, os fosfolipídios (0,5 a 7%), ácidos nucléicos (3%) e outros ésteres fosfato (> 5%).⁹ A estabilidade desses compostos é dependente de sua natureza e de sua interação com a fração mineral, pois esses mesmos compostos são usados como fonte de carbono e elétrons pelos microrganismos, cujo resultado é a sua mineralização e disponibilização do fósforo.

A utilização da RMN de ³¹P permite o acompanhamento da distribuição das formas orgânicas de P, considerando o uso e manejo do solo, permitindo maior entendimento sobre a dinâmica desse nutriente no ambiente.¹⁰ Apesar da baixa concentração de P em amostras de solo, o estudo de P por RMN de ³¹P é muito eficiente devido à presença do núcleo de fósforo com número de spin I = 1/2, que é encontrado com 100% de abundância natural.¹¹ Os principais compostos encontrados nos ácidos húmicos extraídos do solo são os fosfonatos, com sinais em torno de 19-20, ortofosfato inorgânico com sinal em torno de 6,0, ortofosfatos monoésteres apresentam intervalo de 3,0 a 6,0 ppm e compostos diésteres estão próximos a 0 ppm, sinais de polifosfatos são observados em intervalos de -18 a -20 ppm.

O objetivo deste trabalho foi identificar, com a utilização da espectroscopia de RMN de ³¹P, as espécies orgânicas de P nos ácidos húmicos em amostras de Latossolo Vermelho cultivado em cronossequência de cana-de-açúcar, uma área de pastagem e uma área de cerrado em Goiás.

PARTE EXPERIMENTAL

A extração dos ácidos húmicos foi realizada com amostras de Latossolo Vermelho¹² com textura franco-arenosa, localizado no Município de Rio Verde - GO e cultivado em cronossequência com cana-de-açúcar com 1, 5, 10 e 20 anos de queima em detrimento da colheita nas profundidades de 0,0-0,05; 0,05-0,10; 0, 10-0,20 e 0,20-0,30 m. Em adição, áreas adjacentes sob vegetação nativa e pastagem foram amostradas como representativas da condição natural do solo. O histórico de utilização do solo dos últimos 40 anos das áreas estudadas está representado na Figura 1.

As áreas de cana receberam 500 kg ha^-1 do formulado NPK 5-30-20 no plantio e 500 kg ha^-1 do formulado NPK 18-00-27 na soca. A área com 10 anos recebeu a primeira reforma no ano de 2010. Já a área com 20 anos foi reformada em 01/02/2000 e houve uma segunda reforma após a colheita de 2010. As produtividades das áreas de cana foram 113, 111, 85 e 96 Mg ha^-1 na safra 2009/2010 para cana de 1,5,10 e 20 anos, respectivamente. A área de cana com 20 anos recebe anualmente 60 m³ ha^-1 de vinhaça (N= 0,03; P= 29; K= 225; Ca =70; Mg =87 em mg L; pH (H₂O) = 3,5).

Os ácidos húmicos foram isolados e purificados de acordo com o método preconizado pela Sociedade Internacional de Substâncias Húmicas (IHSS)¹³ com pré-tratamento das amostras com solução de HCl 0,1 mol L^-1 e extração com NaOH 0,1 mol L^-1 com razão solo:solvente 1:10 (v:v). Os ácidos húmicos foram precipitados por rebaixamento de pH (pH = 1,0-1,5) com HCl 6 mol L^-1, sendo essa operação realizada duas vezes. Em seguida, os ácidos húmicos foram tratados com solução de HCl 0,1 mol L^-1 e HF 0,3 mol L^-1, dialisados com água deionizada até teste negativo para formação de precipitado com AgNO₃.

Os ácidos húmicos foram solubilizados em solução alcalina (NaOH 0,1 mol L^-1 preparado com D₂O). Os espectros de RMN de ³¹P foram obtidos utilizando um espectrômetro Bruker AV300 equipado com sonda QNP (¹H/¹³C/³¹P/¹⁹F) do Servizo de apoio á investigación (SAI) da Universidade da Coruña. Empregou-se uma sequência de tipo power gated decoupled, com pulso de 90º para ³¹P. O tempo de aquisição foi de 0,6 segundos, mais 1,5 segundos adicionais de tempo de relaxação. Foram acumuladas aproximadamente 8.000 varreduras por amostra (5 horas aproximadamente de tempo de máquina). O ácido fosfórico 85% foi utilizado como referência externa.

A identificação dos compostos orgânicos de P foi obtida comparando-se os dados obtidos com outros trabalhos publicados como referência (Tabela 1) e a quantificação relativa foi realizada por integração da área referente a cada composto de P.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

A integração eletrônica da área dos sinais mais expressivos nos espectros adquiridos para a cronossequência de cana-de-açúcar encontra-se na Tabela 2. Em geral, os espectros apresentaram pouca diversidade de sinais (Figuras 2 e 3). Verificou-se um predomínio dos sinais atribuídos para P em ligação monoéster (sinal entre 5,0 e 5,9 ppm) e P em ligação diéster (sinal entre -1 e 1 ppm), em diferentes proporções, em todas as áreas de cana de açúcar e também para o cerrado e pastagem até 0,10 m de profundidade.¹⁰ Em estudos utilizando RMN de ³¹P em cultivos de cana-de-açúcar por longo tempo em Cambissolo Háplico Ta eutrófico localizado no Município de Campos dos Goytacazes, norte do Estado do Rio de Janeiro, verificou-se um padrão espectral com poucos sinais, semelhante nas áreas de cana queimada e cana crua. Foi verificada, ainda, a presença exclusiva de P diéster, diferente da maioria dos trabalhos encontrados na literatura que apresentam espectros com maior diversidade de sinais. Na área de pastagem foi observado um sinal entre 6 e 7 ppm, atribuído à ortofosfato inorgânico, em todas as profundidades avaliadas, exceto na profundidade de 0,05-0,10 m. Para as outras áreas esse sinal foi verificado a partir de 0,10 m de profundidade, com exceção da área de cana-de-açúcar com 20 anos, onde não foi observado esse sinal em nenhuma profundidade.

Para a profundidade de 0,00 - 0,05 m (Figura 2), as maiores proporções de P em ligação monoéster foram verificadas nas áreas de cana com 5 e 10 anos (78 e 79%, respectivamente) com sinal referente aos açúcares fosfatados (5-5,9 ppm), como a ribose-5-fosfato e glicose-6-fosfato,¹⁴ e uma participação de aproximadamente 20% de P em ligação diéster.

Gatiboni et al.,¹⁵ em estudos com cultivos sucessivos e com diferentes doses de fósforo (0, 360 e 720 kg de P₂O₅), verificaram em termos quantitativos que a principal forma encontrada foi o ortofosfato inorgânico, seguido do Po monoéster, Po diéster e pirofosfato inorgânico. Os autores observaram sinais secundários de Po monoéster com uma pequena contribuição dos açúcares fosfatados.

A fração de P monoéster não apresentou em nenhum dos espectros avaliados na profundidade de 0,0-0,05 m sinal referente ao fosfato de inositol, que é comumente identificado por diversos autores como predominante em solos com diferentes graus de intemperismo.^4,10,16 Essa fração é caracterizada por apresentar forte ligação com os minerais do solo e elevada densidade de cargas. Isso confere alta estabilidade contra o ataque enzimático e microbiano, principalmente pela formação de complexos organominerais com óxidos de ferro e alumínio do solo, dificultando o processo de mineralização e favorecendo o acúmulo no solo, sendo de baixa labilidade e disponibilidade às plantas.^11,17 Turrión et al.,¹⁸ em estudos de RMN de ³¹P em solos de floresta naturais e adubados, encontram relação direta entre formas de P monoéster e a quantidade de argila dos solos, apresentando possível caminho para estabilização dos componentes monoésteres do solo.

A dinâmica rápida de hexafosfato de inositol (fitato) aplicado a um solo com carbonato (11,1 g CaCO₃ kg^-1) do norte da Austrália foi demonstrada através de RMN de ³¹P.⁴ Os autores verificaram um rápido declínio do fitato aplicado após 13 semanas de incubação do solo. Esse estudo demonstra que no solo com carbonato examinado o fitato não estava altamente estável, mas em uma forma biologicamente disponível de P.

McDowell e Stuwart,³ estudando a composição do fósforo por extração sequencial e RMN de ³¹P em pastagem, floresta nativa e áreas com manejo florestal na Nova Zelândia, verificaram que o maior incremento de P orgânico foi atribuído ao P em ligação monoéster (31-60% de P total nos espectros), seguido de diésteres (1-12% de P total nos espectros).

A área de cana com 20 anos apresentou mudanças representativas na distribuição das espécies de P nos ácidos húmicos, com maiores proporções de P em ligação diéster. 75% do sinal foi atribuído ao ortofosfato diéster e somente 25% foi atribuído ao P em ligação monoéster. O P orgânico em ligação diéster é constituído majoritariamente por materiais que possuem menor densidade de cargas como DNA, uma vez que o fosfato está ligado ao carbono por duas ligações ésteres, possuindo baixa capacidade de interagir ionicamente em comparação aos monoésteres que possuem uma única ligação covalente.^18,19 Esse padrão pode ser efeito da aplicação constante da vinhaça na área. Busato et al.,¹⁰ analisando ácidos húmicos por RMN de ³¹P em Cambissolo cultivado com cana-de-açúcar por longo tempo no Norte do estado do Rio de Janeiro, observaram que a aplicação de vinhaça por um período de 35 anos nas áreas de produção de cana-de-açúcar proporcionou mudanças na proporção das espécies de P nos ácidos húmicos. Os autores observaram um sinal pronunciado no espectro de RMN de ³¹P em -0,39 ppm, característico de P em ligação diéster, nas áreas que receberam aplicação de vinhaça. Busato et al.¹⁰ verificaram ainda o maior número de sinais obtidos pela RMN de ³¹P nas áreas que receberam vinhaça quando comparada com áreas de cana-de-açúcar crua e queimada.

Essa maior diversidade de sinais na área com aplicação de vinhaça não foi verificada nesse estudo, a área com maior diversidade foi a área de pastagem. A área de cerrado também apresentou valores elevados de P em ligação diéster. Apesar de ser uma área que mantém um aporte de matéria orgânica, boa drenagem e temperaturas elevadas, o elevado teor de alumínio encontrado nessa área pode restringir a atividade dos microrganismos,²⁰ promovendo um acúmulo dessa fração. Entretanto, Summan et al.,²¹ em estudos sobre efeitos climáticos sobre as formas de fósforo orgânico nos Estados Unidos, verificaram uma maior proporção de espécies orgânicas mais lábeis em solos florestais sob ótimas condições para o desenvolvimento microbiano. Os autores atribuíram tal efeito ao grande aporte de material vegetal na área estudada. Já para a área de pastagem, a contribuição de P em ligação diéster foi duas vezes menor em relação ao P em ligação monoéster. Para a pastagem na profundidade de 0,00-0,05 cm foi verificado também um sinal diferente (6 - 7 ppm) dos encontrados nas outras áreas, o qual correspondeu a cerca de 40% da área avaliada no espectro. McDowell e Stewart¹⁹ verificaram em todos os espectros de RMN de ³¹P para áreas de pastagem, floresta nativa e floresta manejada sinais em torno de 6,5 a 6,7, e atribuíram esses sinais ao ortofosfato.²²

Ácidos húmicos extraídos de diversos tipos de solos de montanha e áreas com solo arado da Eslováquia e analisados por espectroscopia de RMN de ³¹P por Barancikova et al.²³ mostraram uma grande diversidade de sinais nos espectros. Com exceção do sinal entre 22 e 24, todos os outros sinais observados para compostos de P orgânico foram observados pelos autores com distintas proporções. Dentre os sinais, o que apresentou maior sinal foi para o fosfato monoéster (3-7 ppm). Fitato é um composto rico em P encontrado em cereais, leguminosas e óleo de sementes de culturas²⁴ Funciona como principal forma de armazenamento de P em sementes e é gradualmente hidrolisado por enzimas para libertar ortofosfato durante a germinação.²⁵ O fitato quando presente no solo se encontra numa forma indisponível para a absorção pelas plantas, precisando ser hidrolisado para que ocorra a liberação do fosfato.²⁶

Busato et al.¹⁰ não observaram diferenças nos compostos encontrados na área de cana-de-açúcar crua e queimada. Porém, observaram distribuições relativas diferentes, mostrando que houve uma alteração no ciclo de Po com a queima do material vegetal. A participação do P diéster em relação ao monoéster passou de 92% para 17% nas amostras de 0,10-0,20 m de profundidade. Os autores verificaram ainda para a área de cana com queima a presença do sinal Po lábil de origem microbiana com 51% da área de espectro. Esse incremento de ácido teicóico pode estar relacionado com a morte dos microrganismos nas áreas queimadas e consequentemente extravasamento de material celular.

Para a profundidade de 0,05-0,10 m, os mesmos sinais foram observados, com exceção da área de cana-de-açúcar com 5 anos que apresentou o fosfato de inositol como principal componente do Po em ligação monoéster, ao contrário das outras áreas de cana que apresentaram sinal para açúcares como ligação de Po monoéster (Tabela 2). A área de cana com 5 anos também apresentou nessa profundidade sinal referente ao pirofosfato (-5,8 a -8,5) contribuindo com 8% da área de integração do espectro, sendo essa forma considerada relativamente estável no solo.²⁷ Sinais de pirofosfato correspondendo a até 50% da área do espectro também foram verificados¹⁰ nos manejos com e sem aplicação de vinhaça na camada de 0,20 a 0,40 m de profundidade. Esse padrão pode ser decorrente, em parte, da hidrólise do Po durante a concentração da solução durante o processo de extração da amostra para a espectroscopia ou, ainda, da liberação do ortofosfato associado com o material húmico.²⁷ Esses valores são semelhantes aos observados por Solomon et al.,²⁸ que encontraram participações do pirofosfato variando de 2 até 6 % em extrato alcalino.

Na profundidade de 0,10-0,20 e 0,20-0,30 m (Tabela 2 e Figura 3), o sinal referente ao ortofosfato inorgânico aparece de forma mais pronunciada, chegando a 50% da área de integração do espectro para a área de cana de 5 anos na profundidade de 0,10-0,20 m e a 44% para a área de cana com 10 anos na profundidade de 0,20-0,30 m. Nessa profundidade verificou-se também a menor contribuição dos compostos diésteres. A predominância do ortofosfato inorgânico depende principalmente da adição de fertilizantes e do grau de intemperismo do solo. Quanto mais intemperizado for o solo, menor a adubação empregada, e o Po monoéster pode aparecer em maior proporção em comparação ao ortofosfato inorgânico.²⁹ Isso ocorre devido à utilização de P inorgânico pelas plantas ou sua transformação em formas orgânicas.⁹ Em solos que receberam adubação fosfatada ou que ainda há reservas de Pi no solo, o ortofosfato inorgânico é a fração predominante.^15,30

Os valores da relação diéster/monoéster, foram calculados para os ácidos húmicos (Tabela 2). Essa relação apresentou grande variação, com valores 3,0 para área de cana com 20 na profundidade de 0,00-0,05 m e 0,2 para a área de cana com 20 anos na profundidade de 0,20-0,30 m. Esses resultados não corroboram os encontrados por Busato et al.,¹⁰ onde não foi observado em nenhum de seus espectros sinais referentes ao P em ligação diéster para áreas com manejo de cana queimada.

Os valores encontrados nesse estudo são superiores aos observados em extrato alcalino de solos tropicais da Etiópia por Solomon et al.,²⁸ que apresentaram variação de 0,13 até 1, sendo os maiores valores referentes às áreas de florestas não perturbadas e os menores originados de solos sob intenso cultivo agrícola.

Em áreas cultivadas com café em sistema agroflorestal e em plantio convencional com diferentes idades na Zona da Mata, sudeste do estado de Minas Gerais, foram verificados valores médios da relação diéster/monoéster próximos a 0,06, demonstrando grande participação de compostos de Po em ligação monoéster.³¹ Padrão similar foi verificado em estudos de composição de fósforo contrastando solos de pastagem e solos em sistema agroflorestais na Nova Zelândia, onde foram observados valores da relação diéster/monoéster próximos a 0,06.¹⁹

CONCLUSÕES

A espectroscopia de RMN de ³¹P demonstrou diferenças quanto às proporções e a distribuição das formas orgânicas de P nos ácidos húmicos nos diferentes sistemas avaliados, mostrando que a técnica de RMN de ³¹P pode ser utilizada para identificar modificações nas áreas estudadas em função do tempo de queima da cana-de-açúcar.

Os dois grupos de maior destaque foram o ortofosfato diéster e os açúcares fosfatados. Nas áreas de cana-de-açúcar queimada houve reflexos importantes para o P orgânico em ligação diéster, principalmente na área com 20 anos de cana-de-açúcar com queima e recebe vinhaça. O acúmulo da fração diéster pode estar relacionado com a menor atividade dos microrganismos nas áreas que recebem fogo constantemente.

REFERÊNCIAS

1. Rolim Neto, F. C.; Schaefer, C. E. G. R.; Costa, L. M.; Corrêa, M. M.; Fernandes Filho, E. I.; Ibraimo, M. M. A.; Rev. Bras. Ciênc. Solo 2004,28,953.

2. Novais, R. F.; Smyth, T. J.; Fósforo em solo e planta em condições tropicais, Universidade Federal de Viçosa: Viçosa, 1999.

3. Condron, L. M., Turner, B. L.; Cade-Menun, B. J.; Chemistry and Dynamics of Soil Organic Phosphorus. Em Phosphorus: Agriculture and the Environment; Sims, J.T.; Sharpley, A. N. eds.; Soil Science Society of America; American Society of Agronomy: Madison, 2005, p. 87-122.

4. Dolette, A. L., Smernik, R. J.; Dougherty, W. J.; Eur.J.Soil Sci. 2010,61,563.

5. Tiessen, H.; Moir, J. O. Em Characterisation of Available P by Sequential Extraction in Soil Sampling and Methods of Analysis, Carter, M. R. ed.; CRC Press: Boca Raton, 1993, p. 75- 86.

6. Correia, L. B.; Alleoni, L. R. F.; Pesq. Agropec. Bras. 2011,46,944.

7. Luca, E. F.; Feller, C.; Cerri, C. C.; Barthes, B.; Chaplot, V.; Dinailson C. C.; Manechini, C.; Rev. Bras. Ciênc. Solo 2008,32,789.

8. Franchini, J. C.; Crispino, C. C.; Souza, R. A.; Torres, E.; Hungria, M.; Soil Till. Res. 2007,92, 18. Smith, P.; Janzen, H.; Martino, D.; Zucong, Z.; Kumar, P.; Mccarl, B.A.; Ogle, S.; O'Mara, F.; Rice, C.; Scholes, B.; Sirotenko, O.; Howden, M.; Mcallister, T.; Genxing, P.; Romanekov, V.; Schneider, U.A.; Towprayoon, S.; Wattenbach, M.; Smith, J.; Phil. Trans. R. Soc. B. 2008,363,789. Siqueira Neto, M.; Piccolo, M. C.; Costa Junior, C.; Cerri, C. C.; Bernoux, M.; Rev. Bras. Ciênc. Solo 2011,35,1.

9. Dalal, R.C.; Adv. Agron. 1977,29,83.

10. Busato, J. G.; Canellas, L.P.; Rumjanek, V. M.; Velloso, A. C. X.; Rev. Bras. Ciênc. Solo 2005,29,945.

11. Ceretta, C. A., Bayer, C., Dick, D. P., Martins-Neto, L., Colnago, L. A; Métodos Espectroscópicos. Em Fundamentos da Matéria Orgânica: Ecossistemas Tropicais e Subtropicais; Santos, G. de A.; Camargo, F. A. O. eds.; Metrópole: Porto Alegre, 2008, p. 201-228.

12. Embrapa; Sistema Brasileiro de Classificação de Solos, 2^th ed. Embrapa SPI: Rio de Janeiro, 2006. 306p.

13. Swift, R.S.; Organic Matter Characterization. Em Methods of Soil Analysis; Sparks, D.L.; Page, A.L.; Helmke, P.A.; Loeppert, R.H.; Soltanpour, P.N.; Tabatabai, M.A.; Johnston, C.T.; Sumner, M.E. eds.; Soil Science Society of America; American Society of Agronomy: Madison, 1996, p.1011-1020.

14. Adams, M.A.; Byrne, L. T.; Soil Biol. Biochem. 1989,21,523.

15. Gatiboni, L. C.; Rheinheimer, D. S.; Flores, A. F. C.; Anghinoni, I.; Kaminski, J.; Lima, M. A. S.; Comm. Soil Sci. Plant Anal. 2005,36,2625.

16. Rheinheimer, D. S. Anghinoni, I.; Conte, E.; Rev. Bras. Ciênc. Solo 2000,24, 589. Turner, B.L.; Inositol Phosphates in Soil: Amounts, Forms and Significance of the Phosphorylated Inositol Stereoisomers. Em Inositol Phosphates: Linking Agriculture and the Environment; Turner, B.L.; Richardson, A.E.; Mullaney, E.J. eds.; Soil Science Society of America; American Society of Agronomy: Madison, 2007, p. 186-206.

17. Tate, K. R.; Plant Soil 1984,76,245; Stewart, J. W. B., Tiessen, H.; Biogeochemistry 1987,4,41.

18. Turrión, M. B.; Gallardo, J. F.; Haumaier, L.; Gonzáles, M. I.; Zech, W.; Ann. For. Sci. 2001,58,89.

19. Mcdowell, R. W., Stewart, I.; Geoderma 2006,130,176.

20. Makarov, M. I.; Guggenberger, G.; Alt, H. G.; Zech, W.; Z.Pflanzenernähr.Bodenk. 1995,158,293.

21. Sumann, M., Amelung, W., Haumaier, L., Zech, W.; Soil Sci. Soc. Am. J. 1998,62,1580.

22. Newman, R. H.; Tate, K. R.; Comm. Soil Sci. Plant Anal. 1980, 11,835.

23. Barančíková, G.; Liptaj, T.; Prónayová, N.; Soil & Water Res. 2007,2,141.

24. Reddy, N. R.; Pierson, M. D.; Sathe, S. K.; Salunkhe, D. K.; Phytates in Cereals and Legumes, CRC Press: Boca Raton, 1989.

25. Bassiri, A.; Nahapetian, A.; J. Agric. Food Chem. 1977,25,1118.

26. Lung, S. C.; Lim, B. L.; Plant Soil 2006,279,187.

27. Makarov, M. I.; Eurasian Soil Science. 1998,31,778.

28. Solomon, D.; Lehmamn, J.; Mamo, T.; Fritzsche, F.; Zech, W.; Geoderma 2002,105,21.

29. Zech, W.; Alt, H. G.; Zucker, A.; Kögel, I.; Z. Pflanzenernähr Bodenk 1985,148, 626; Guggenberger, G.; Haumaier, L.; Thomas, R. J.; Biol. Fertil. Soils 1996,23, 332; Guggenberger, G.; Christensen, B. T.; Rubaek, G.; Eur.J.Soil Sci. 1996,47,605.

30. Rheinheimer, D. S.; Anghinoni, I.; Flores, A. F.; Comm. Soil Sci. Plant Anal. 2002,33,1853.

31. Cardoso, I. M.; Van Der Meer, P.; Oenema, O.; Janssen, B. H.; Kuyper, T. W.; Geoderma 2003, 112,51.

Recebido em 27/11/12; aceito em 12/4/13, publicado na web em 1/7/13

Referências bibliográficas

• 1. Rolim Neto, F. C.; Schaefer, C. E. G. R.; Costa, L. M.; Corrêa, M. M.; Fernandes Filho, E. I.; Ibraimo, M. M. A.; Rev. Bras. Ciênc. Solo 2004,28,953.
• 2. Novais, R. F.; Smyth, T. J.; Fósforo em solo e planta em condições tropicais, Universidade Federal de Viçosa: Viçosa, 1999.
• 3. Condron, L. M., Turner, B. L.; Cade-Menun, B. J.; Chemistry and Dynamics of Soil Organic Phosphorus. Em Phosphorus: Agriculture and the Environment; Sims, J.T.; Sharpley, A. N. eds.; Soil Science Society of America; American Society of Agronomy: Madison, 2005, p. 87-122.
• 4. Dolette, A. L., Smernik, R. J.; Dougherty, W. J.; Eur.J.Soil Sci. 2010,61,563.
• 5. Tiessen, H.; Moir, J. O. Em Characterisation of Available P by Sequential Extraction in Soil Sampling and Methods of Analysis, Carter, M. R. ed.; CRC Press: Boca Raton, 1993, p. 75- 86.
• 6. Correia, L. B.; Alleoni, L. R. F.; Pesq. Agropec. Bras. 2011,46,944.
• 7. Luca, E. F.; Feller, C.; Cerri, C. C.; Barthes, B.; Chaplot, V.; Dinailson C. C.; Manechini, C.; Rev. Bras. Ciênc. Solo 2008,32,789.
• 8. Franchini, J. C.; Crispino, C. C.; Souza, R. A.; Torres, E.; Hungria, M.; Soil Till. Res 2007,92, 18.
• Smith, P.; Janzen, H.; Martino, D.; Zucong, Z.; Kumar, P.; Mccarl, B.A.; Ogle, S.; O'Mara, F.; Rice, C.; Scholes, B.; Sirotenko, O.; Howden, M.; Mcallister, T.; Genxing, P.; Romanekov, V.; Schneider, U.A.; Towprayoon, S.; Wattenbach, M.; Smith, J.; Phil. Trans. R. Soc. B 2008,363,789.
• Siqueira Neto, M.; Piccolo, M. C.; Costa Junior, C.; Cerri, C. C.; Bernoux, M.; Rev. Bras. Ciênc. Solo 2011,35,1.
• 9. Dalal, R.C.; Adv. Agron. 1977,29,83.
• 10. Busato, J. G.; Canellas, L.P.; Rumjanek, V. M.; Velloso, A. C. X.; Rev. Bras. Ciênc. Solo 2005,29,945.
• 11. Ceretta, C. A., Bayer, C., Dick, D. P., Martins-Neto, L., Colnago, L. A; Métodos Espectroscópicos. Em Fundamentos da Matéria Orgânica: Ecossistemas Tropicais e Subtropicais; Santos, G. de A.; Camargo, F. A. O. eds.; Metrópole: Porto Alegre, 2008, p. 201-228.
• 12. Embrapa; Sistema Brasileiro de Classificação de Solos, 2^th ed. Embrapa SPI: Rio de Janeiro, 2006. 306p.
• 13. Swift, R.S.; Organic Matter Characterization. Em Methods of Soil Analysis; Sparks, D.L.; Page, A.L.; Helmke, P.A.; Loeppert, R.H.; Soltanpour, P.N.; Tabatabai, M.A.; Johnston, C.T.; Sumner, M.E. eds.; Soil Science Society of America; American Society of Agronomy: Madison, 1996, p.1011-1020.
• 14. Adams, M.A.; Byrne, L. T.; Soil Biol. Biochem 1989,21,523.
• 15. Gatiboni, L. C.; Rheinheimer, D. S.; Flores, A. F. C.; Anghinoni, I.; Kaminski, J.; Lima, M. A. S.; Comm. Soil Sci. Plant Anal 2005,36,2625.
• 16. Rheinheimer, D. S. Anghinoni, I.; Conte, E.; Rev. Bras. Ciênc. Solo 2000,24, 589.
• Turner, B.L.; Inositol Phosphates in Soil: Amounts, Forms and Significance of the Phosphorylated Inositol Stereoisomers Em Inositol Phosphates: Linking Agriculture and the Environment; Turner, B.L.; Richardson, A.E.; Mullaney, E.J. eds.; Soil Science Society of America; American Society of Agronomy: Madison, 2007, p. 186-206.
• 17. Tate, K. R.; Plant Soil 1984,76,245;
• Stewart, J. W. B., Tiessen, H.; Biogeochemistry 1987,4,41.
• 18. Turrión, M. B.; Gallardo, J. F.; Haumaier, L.; Gonzáles, M. I.; Zech, W.; Ann. For. Sci 2001,58,89.
• 19. Mcdowell, R. W., Stewart, I.; Geoderma 2006,130,176.
• 20. Makarov, M. I.; Guggenberger, G.; Alt, H. G.; Zech, W.; Z.Pflanzenernähr.Bodenk. 1995,158,293.
• 21. Sumann, M., Amelung, W., Haumaier, L., Zech, W.; Soil Sci. Soc. Am. J. 1998,62,1580.
• 22. Newman, R. H.; Tate, K. R.; Comm. Soil Sci. Plant Anal. 1980, 11,835.
• 23. Barančíková, G.; Liptaj, T.; Prónayová, N.; Soil & Water Res. 2007,2,141.
• 24. Reddy, N. R.; Pierson, M. D.; Sathe, S. K.; Salunkhe, D. K.; Phytates in Cereals and Legumes, CRC Press: Boca Raton, 1989.
• 25. Bassiri, A.; Nahapetian, A.; J. Agric. Food Chem. 1977,25,1118.
• 26. Lung, S. C.; Lim, B. L.; Plant Soil 2006,279,187.
• 27. Makarov, M. I.; Eurasian Soil Science 1998,31,778.
• 28. Solomon, D.; Lehmamn, J.; Mamo, T.; Fritzsche, F.; Zech, W.; Geoderma 2002,105,21.
• 29. Zech, W.; Alt, H. G.; Zucker, A.; Kögel, I.; Z. Pflanzenernähr Bodenk 1985,148, 626;
• Guggenberger, G.; Haumaier, L.; Thomas, R. J.; Biol. Fertil. Soils 1996,23, 332;
• Guggenberger, G.; Christensen, B. T.; Rubaek, G.; Eur.J.Soil Sci 1996,47,605.
• 30. Rheinheimer, D. S.; Anghinoni, I.; Flores, A. F.; Comm. Soil Sci. Plant Anal. 2002,33,1853.
• 31. Cardoso, I. M.; Van Der Meer, P.; Oenema, O.; Janssen, B. H.; Kuyper, T. W.; Geoderma 2003, 112,51.

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  04 Out 2013
• Data do Fascículo
  2013

Histórico

• Recebido
  27 Nov 2012
• Aceito
  12 Abr 2013