Análise da madeira do Pinus oocarpa parte II: caracterização estrutural da lignina de madeira moída

Chemical analysis of the Pinus oocarpa wood. Part II: characterization of the milled wood lignin

Análise da madeira do Pinus oocarpa parte II – caracterização estrutural da lignina de madeira moída

Chemical analysis of the Pinus oocarpa wood . Part II – characterization of the milled wood lignin

Sérgio Antônio Lemos de Morais^I; Evandro Afonso do Nascimento^I; Dárley Carrijo de Melo^II

^IInstituto de Química da Universidade Federal de Uberlândia – UFU, 38400-089 Uberlândia-MG. E-mail: <[e-mail]>

^IIFaculdade de Engenharia Química da UFU

RESUMO

Este estudo caracterizou a Lignina de Madeira Moída (LMM) proveniente de Pinus oocarpa cultivado na região do Cerrado brasileiro. A LMM foi isolada e analisada por meio das espectrometrias no infravermelho com transformada de Fourier (IVTF), de ressonância magnética nuclear do próton e carbono-13 e por intermédio de métodos químicos de análise por via úmida. A LMM apresentou uma fórmula mínima igual a C₉H_9,2O_2,6(OCH ₃)_0,8 e massas molares médias em massa (M_w) e numérica (M_n) de 3.969 e 1.133 Da, respectivamente. A LMM dessa madeira se enquadra dentro das ligninas típicas de coníferas.

Palavras-chave:Pinus oocarpa, lignina e lignina de madeira moída.

ABSTRACT

This work presents the characterization of the milled wood lignin (MWL) of the Pinus oocarpa cultivated in the Brazilian cerrado. FTIR, carbon-13 and proton NMR spectroscopies as well as wet chemical methods were used. The established C₉ unit formula for MWL was C₉H_9,2O_2,6(OCH ₃)_0,8 and its relative molecular weights (M_w) and (M_n) were 3969 and 1133 Da, respectively. Pinus oocarpa MWL was typical of softwood lignins.

Key words:Pinus oocarpa, lignin, milled wood lignin.

1. INTRODUÇÃO

A madeira é constituída fundamentalmente pelos componentes macromoleculares celulose, hemicelulose e lignina, presentes em porcentuais variáveis. Uma simplificação indica que a celulose é um esqueleto envolvido por duas substâncias que funcionam como recheio (hemiceluloses ou polioses), sendo ambas envolvidas pela lignina, que atua como um cimento para dar rigidez ao conjunto.

A lignina, o segundo material mais abundante no reino vegetal, é uma substância química que confere rigidez à parede celular e atua como um composto de ligação da celulose e polioses, gerando uma estrutura resistente a impacto, compressão e dobra. Pelo decréscimo que causa na permeação de água por meio das paredes das células dos tecidos condutores do xilema, a lignina tem uma função importante no intrincado transporte interno de água, nutrientes e metabólitos (PHILIPP e D'ALMEIDA, 1988).

A lignina é um polímero natural proveniente da condensação desidrogenerativa de três álcoois precursores: trans-coniferílico, trans-sinapílico e p-cumarílico. Em madeiras de coníferas (moles) predominam, basicamente, subestruturas do tipo guaiacilpropano, provenientes do álcool trans-coniferílico; em madeiras de folhosas (duras), existe uma mistura de quantidades significativas de subestruturas guaiacil e siringilpropano, resultantes da polimerização dos precursores trans-coniferílico e trans-sinapílico, respectivamente. Já em palhas e gramíneas, além de unidades guaiacílicas e siringílicas, encontram se subestruturas do tipo p-hidroxifenilpropano proveniente da polimerização do álcool p-cumarílico, todas em quantidades relevantes. A proporção molar dessas subestruturas na planta depende, principalmente, da espécie (CHEN, 1991).

O conhecimento dos componentes da estrutura química da lignina é de fundamental importância para seu posterior aproveitamento, assim como para a proteção do meio ambiente. As ligninas são obtidas em larga escala, em todo o mundo, como subproduto, principalmente, da indústria de polpação em que seu aproveitamento principal é como fonte de energia obtida pela queima, mas parte dela acaba sendo descartada como rejeito (MORAIS et al., 1993).

Existem diferentes tipos de extração de ligninas, e nenhum deles permite obtê-la como ela se encontra estruturalmente no vegetal, pois haverá sempre interferência entre os procedimentos de extração química e a estrutura da lignina in situ. Um bom método de extração deve eliminar os extrativos da madeira sem alterar significativamente a lignina. Os procedimentos que mais se adequam à extração envolvem a moagem em moinho de bolas, sob a atmosfera inerte, na presença ou ausência de solventes como tolueno, seguida da extração com clorofórmio, depois água e, finalmente, uma mistura de dioxano ou acetona aquosos. A lignina obtida é designada como Lignina de Madeira Moída (Milled Wood Lignin - MWL) (Morais et al., 1993).

Como não se encontrou na literatura nenhum estudo químico aprofundado acerca da lignina de madeira do Pinus oocarpa, o presente trabalho teve como objetivos isolar a lignina de madeira moída (LMM) e caracterizar os principais grupos funcionais presentes, identificar as principais unidades estruturais por métodos espectrométricos de análise (FTIR, RMN de ¹H e ¹³C) e estabelecer uma fórmula mínima.

Na parte I deste trabalho foram estudados os constituintes macromoleculares e extrativos da madeira de Pinus oocarpa.

2. MATERIAL E MÉTODOS

2.1.Madeira de Pinus oocarpa

A árvore foi proveniente de um reflorestamento da região de Sacramento, MG, tinha oito anos de idade e foi cortada à altura do peito. O disco resultante mediu 15,0 cm de diâmetro e 2,0 cm de espessura. Depois de descascado, ele foi picado em cavacos e moído em moinho de lâmina até a granulometria próxima de 1,0 mm. A madeira obtida foi moída em um moinho de bolas por duas semanas e peneirada, recolhendo-se a fração entre 40-60 mesh.

2.2. Isolamento da Lignina de Madeira Moída (LMM)

A fração de madeira moída com granulometria entre 40 e 60 mesh foi previamente submetida à extração com etanol: tolueno (1:2, v/v) para eliminação dos extrativos. A LMM foi extraída e purificada de acordo com o procedimento descrito por Lundquist (1992).

2.3. Caracterização da LMM

2.3.1. Análise Elementar

Os teores de carbono, hidrogênio e nitrogênio foram determinados no Laboratório da Central Analítica da USP – São Paulo. O valor do oxigênio foi calculado por diferença.

2.3.2. Acetilação

A acetilação foi realizada de acordo com o método descrito por Chen (1992a).

2.3.3. Ressonância Magnética Nuclear do Carbono 13 (RMN de ¹³C) e Hidrogênio (RMN de ¹H)

Os espectros em RMN de ¹³C foram obtidos na freqüência de 100,6 MHz, usando-se CDCl₃ como solvente, seqüência de pulso ZGPG 30, ângulo de 30º para o pulso principal e aquisição de pulso a 1,0 s, com o acúmulo de 10.000 espectros.

Para os espectros em RMN de ¹H, foi usada uma freqüência de 400 MHz, e a aquisição de pulso foi a cada 0,1 s, sendo acumulados 500 espectros.

2.3.4. Espectros no Infravermelho

Os espectros no infravermelho foram obtidos em um espectrofotômetro da firma Shimadzu, modelo FTIR, série 8000. E 1,0 mg da amostra foi misturado e triturado com 99,0 mg de KBr, por um período de 20 min; depois, a mistura foi pastilhada e introduzida no espectrofotômetro.

2.3.5. Reação de Oximação e Determinação de Carbonilas Totais

Procedeu-se à reação de oximação de acordo com o método proposto por Kröger et al. (1965). Para calcular o teor de carbonilas na macromolécula de lignina, utilizaram-se os valores da análise de CHN da LMM antes e depois da reação de oximação (MORAIS, 1992).

O cálculo da porcentagem de carbonilas (C=O) foi realizado por meio da equação 1 (KRÖGER et al.,1965).

em que:

%N₁ = teor de nitrogênio na lignina após a reação de oximação; e

%N = teor de nitrogênio na lignina antes da reação de oximação.

A partir desse valor, calculou-se o teor molar de carbonilas por mol de metoxilas (C=O/OCH₃), utilizando a equação 2.

A quantidade molar por unidade C₉ (C=O/C₉) foi determinada pela equação 3.

2.3.6. Determinação dos Grupos Metoxílicos

Para a determinação do teor de grupos metoxílicos, foi utilizado o procedimento modificado de Zeizel-Vieböck-Schwappach (ZAKIS et al., 1994).

2.3.7. Determinação da Fórmula Mínima

Utilizando os valores das porcentagens de carbono, hidrogênio e nitrogênio, obtidos por meio da análise de CHN e do teor de grupos metoxílicos, determinou-se a fórmula mínima para a lignina. Segundo Freudenberg e Neish (1968), a fórmula mínima de ligninas pode ser representada pela fórmula geral C₉H_XO_Y(OCH₃ )_Z, em que X, Y e Z são dados pelas seguintes equações:

2.3.8. Determinação de Grupos Hidroxila

O teor de hidroxilas totais foi estimado por meio dos teores de carbono calculados antes e depois da acetilação, equação 7 (LUNDQUIST, 1979).

em que:

%C = porcentagem de carbono na lignina antes da reação de acetilação; e

%C'= porcentagem de carbono na lignina acetilada.

A quantidade molar de hidroxilas totais por unidade C₉ foi calculada pela equação 8.

As hidroxilas fenólicas e alifáticas foram estimadas a partir do valor de hidroxilas totais e da intensidade de prótons provenientes desses grupos no espectro de ressonância magnética nuclear protônica (RMN de ¹H).

2.3.9. Distribuição de Massas Molares

A distribuição de massas molares relativas, média em massa () e massa molar média em número (), foi feita por meio da análise de cromatografia por permeação de gel (CPG).

2.3.10. Reação de Oxidação com Nitrobenzeno

Para a oxidação com nitrobenzeno foi utilizado um reator Parr de 25,0 mL. Foram colocados 25,0 mg de lignina, 9,0 mL de solução de NaOH (2,5 mol dm^-3) e 1,0 mL de nitrobenzeno no reator, que foi fechado e deixado a 170 ºC durante três horas, para que a reação pudesse ocorrer. O produto oxidado foi purificado e o derivado sililado, obtido através da reação com BSTFA, de acordo com o procedimento descrito por Chen (1992b). Os produtos foram identificados e quantificados por cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massas (CG-EM).

3. RESULTADOS E DISCUSSÃO

A redução de contaminantes alifáticos foi uma das dificuldades encontradas ao isolar a LMM do Pinus oocarpa. Vários procedimentos foram testados, e o que se mostrou mais adequado para o isolamento da LMM foi o descrito por Lundquist (1992).

As análises mais indicativas da reprodutibilidade de uma lignina são os teores de grupos metoxilas e CHN (MORAIS et al., 1993). Na Tabela 1, apresenta-se a análise dos conteúdos de carbono, hidrogênio, nitrogênio e oxigênio da LMM, lignina de madeira moída acetilada (LMM-Ac), LMM após a reação de oximação (LMM-Ox) e a porcentagem de grupos metoxilas.

Dessa forma, utilizando os valores da análise de CHN e o conteúdo de OCH₃, determinou-se a fórmula mínima para a LMM do Pinus oocarpa: C₉H_9,2O_2,6(OCH3) _0,8. Assim, a unidade C₉ da lignina do Pinus oocarpa apresenta massa molar de 183,6 Da. A quantidade de OCH₃/C₉ , equivalente a 0,8 para essa lignina, foi, portanto, abaixo de 1,0, indicando a presença de unidades p-hidroxifenilpropano, que são desprovidas de metoxilas, compondo a macromolécula dessa lignina.

Ligninas contêm grupos carbonilas que podem estar conjugados ou não com o anel aromático. Utilizando os valores de porcentagem de nitrogênio antes e depois da reação de oximação (Tabela 1), calculou-se uma porcentagem de carbonila igual a 1,62%. A partir desse valor, determinaram-se o teor molar de carbonilas por mol de metoxilas e a quantidade molar por unidade C₉ (C=O/C₉), que resultaram em 0,13 e 0,10, respectivamente. Assim, em 100 unidades C₉ estão presentes 10 grupos carbonila.

As hidroxilas têm papel importante no tocante às propriedades da macromolécula de lignina, como solubilidade e propriedades adesivas. A quantidade de hidroxilas totais na macromolécula de lignina é estimada usando os valores do teor de carbono na molécula antes e depois da reação de acetilação (MORAIS, 1992). Empregando os valores porcentuais de carbono da LMM antes e depois da reação de acetilação (Tabela 1), encontrou-se um teor de hidroxilas totais de 8,55%, o que equivale a 0,92 de hidroxila total por unidade monomérica (C₉). Esse resultado indica que em 100 unidades C₉ de lignina estão presentes 92 grupos de hidroxilas fenólicas e alifáticas.

As propriedades de ligninas são mais bem compreendidas se estimar a massa molar ou sua distribuição (SUN et al., 2000). A massa molar média em massa (

_w) e a massa molar média em número (_n), obtidas pela cromatografia de permeação em gel, alcançaram os valores de 3969 e 1133 Da, respectivamente. O valor encontrado para a polidispersão foi de 3,5, resultado que aponta que a lignina de Pinus oocarpa possui distribuição de moléculas relativamente pouco dispersa, ou seja, suas massas molares estão compreendidas em um intervalo relativamente estreito.

A oxidação de ligninas com nitrobenzeno produz a vanilina como produto principal. Folhosas formam a vanilina e o seringaldeído, enquanto gramíneas, além desses dois aldeídos, produz o p-hidroxibenzaldeído. Na oxidação da LMM do Pinus oocarpa foram encontrados os compostos: p-hidroxibenzaldeído, vanilina e 4-hidróxi-3-metoxibenzóico. Não foi detectada a presença do seringaldeído e do ácido 4-hidróxi-3,5-dimetoxibenzóico. Tal resultado confirma a natureza guaiacílica da lignina do Pinus oocarpa e que existem unidades aromáticas não metoxiladas na estrutura dessa macromolécula, como indicou a fórmula mínima (C₉).

A Figura 1 ilustra o espectro no infravermelho com transformada de Fourier (IVTF). O espectro mostrado é típico de ligninas. Portanto, o método utilizado na extração e purificação da lignina da madeira do Pinus oocarpa foi adequado e forneceu uma amostra que é representativa dessa macromolécula. As bandas a 1.268,17 e 1.137,80 cm^-1 indicam, também, que a lignina da madeira do Pinus oocarpa é do tipo guaiacila.

Na Figura 2, apresenta-se o espectro de RMN de ¹³C da LMM-Ac. A análise do espectro ratifica as observações da espectroscopia no IVTF de que a lignina dessa madeira é do tipo guaiacila. Na Tabela 2 se encontram as atribuições de sinais característicos dessas unidades (NIMZ e LUDEMANN, 1976; LIITIA et al., 2003).

O sinal devido ao carbono metoxílico (56,4 ppm) está bastante intenso, indicando que a abundância desse grupo na macromolécula de lignina é elevada. Contaminantes alifáticos na lignina isolada são também evidentes nesse espectro, apresentando sinais de 21,3 a 30,0 ppm. As pequenas intensidades desses sinais evidenciam que a porcentagem desses contaminantes é pouco significativa.

Na Figura 3, apresenta-se o espectro de RMN de ¹H. As atribuições dos sinais que aparecem nesse espectro estão citadas na Tabela 3 (LUNDQUIST, 1979; RALPH et al., 1998).

Informações importantes quanto aos grupos hidroxilas presentes na macromolécula de lignina podem ser obtidas do espectro de RMN de ¹H. Os sinais a 2,02 ppm (prótons de acetato alifático) e a 2,16 e 2,29 ppm (prótons de acetatos aromáticos) são originários de hidroxilas alifáticas e fenólicas, respectivamente. De acordo com a intensidade desses sinais e conhecendo o valor da quantidade molar de hidroxilas totais na macromolécula de lignina (0,92), calculou-o equivalente a 0,64 de hidroxila alifática e 0,28 de fenólicas, ou seja, em cada 100 unidades C₉ da lignina do Pinus oocarpa são encontradas 64 hidroxilas alifáticas e 28 hidroxilas fenólicas.

O espectro de RMN de ¹H mostra, ainda, que o sinal devido a átomos de hidrogênio metoxílicos a 3,81 ppm é relativamente intenso. Em contraposição, os prótons da cadeia lateral proveniente de unidades cinamílicas (6,00 – 6,20 ppm) apresentam sinais pouco intensos, indicando que existe pouco desse tipo de subestrutura na macromolécula de lignina. O mesmo foi observado com relação aos sinais a 6,60 ppm que, provavelmente, são de prótons vinílicos, pois unidades siringílicas não foram detectadas. Os sinais de hidrogênio pouco intensos a 2,29; 2,60; 2,80; 4,05; 4,26; e 5,26 ppm indicaram a presença de subestruturas complexas, como: isotaxiresinol, secoisolariciresinol e 1-(3,4-dimetoxifenil)-2-(4-carboximetilfnóxi)-propan -1,3-diol, que podem estar presentes na macromolécula dessa lignina (LUNDQUIST, 1979; RALPH et al., 1998).

4. CONCLUSÕES

Os estudos da macromolécula de LMM do Pinus oocarpa evidenciaram que ela é uma lignina típica de coníferas, cuja fórmula mínima C₉ pode ser expressa por C₉H_9,2O_2,6(OCH ₃)_0,8, o que equivale a uma massa molar de 183,6 Da. Suas massas molares relativas (_w) e (_n) são 3969 e 1133 Da, respectivamente.

5. AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem ao Instituto de Química da Universidade Federal de Uberlândia (IQUFU), pelo suporte durante as experiências; e à Fundação de Apoio à Pesquisa de Minas Gerais (FAPEMIG), pela bolsa de Iniciação Científica.

6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

Recebido em 1º. 09.2003 e aceito para publicação em 20.04.2005

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Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  01 Set 2005
• Data do Fascículo
  Jun 2005

Histórico

• Recebido
  01 Set 2003
• Aceito
  20 Abr 2005