RAIVA ANIMAL: CASUÍSTICA DO CENTRO DE DIAGNÓSTICO VETERINÁRIO DA UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA MARIA ENTRE OS ANOS DE 1983 a 1990

ANIMAL RABIES: SAMPLES SUBMITTED TO THE VETERINARY DIAGNOSTIC CENTER AT THE FEDERAL UNIVERSITY OF SANTA MARIA BETWEEN 1983 THROUGH 1990

RAIVA ANIMAL: CASUÍSTICA DO CENTRO DE DIAGNÓSTICO VETERINÁRIO DA UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA MARIA ENTRE OS ANOS DE 1983 a 1990.

ANIMAL RABIES: SAMPLES SUBMITTED TO THE VETERINARY DIAGNOSTIC CENTER AT THE FEDERAL UNIVERSITY OF SANTA MARIA BETWEEN 1983 THROUGH 1990.

Clóvis de Oliveira¹ Rudi Weiblen² Terezinha Flores Canabarro³

RESUMO

Descreve-se 186 casos suspeitos de raiva animal enviados ao Centro de Diagnóstico Veterinário da Universidade Federal de Santa Maria-RS, Brasil, entre os anos de 1983 a 1990. O material enviado (cérebro), era proveniente de diferentes regiões do Estado sendo submetido a três provas diagnósticas: imunofluorescência direta (IFD), prova biológica (inoculação em camundongos lactentes) e histopatologia. Das 185 amostras testadas pela IFD, 30 (16,12%) apresentaram resultado positivo. Pela inoculação em camundongos das 101 amostras testadas, 10 (9,90%) apresentaram resultado positivo, enquanto pelo histopatológico, de 163 amostras testadas, 29(17,79%) mostraram-se positivas.

Palavras-chave: raiva, métodos de diagnóstico.

SUMMARY

One hundred and eighty six suspected cases of rabies disease were submitted to the Veterinary Diagnostic Laboratory at the Federal University of Santa Maria, RS, Brazil, from 1983 through 1990. The samples (brain) were sent from different regions of the state and then submitted to fluorescent antibody technic (FA), biological test (suckling mice inoculation) and histopathological test for diagnostic purposes. Thirty (16,22%) from 185 cases tested by FA were positive. The biological test showed ten (9,90%) positive samples, from 101 tested. From 163 cases tested by histopathological test, 29(17,79%) samples were positive.

Key Words: rabies, diagnostic methods.

INTRODUÇÃO

A raiva é uma enfermidade de caráter infeccioso de evolução aguda que acomete todos os animais de sangue quente, caracterizando-se pela letalidade em quase 100% dos casos (FENNER et al, 1987; GERMANO, 1988).

O vírus da raiva, classificado como Lyssavirus, pertencente a família RHABDOVIRIDAE, e um vírus RNA, possui envelope, mede 100-150nm e tem a forma de projétil. Este vírus é altamente neurotrópico para o homem e para os animais domésticos e produz uma encefalomielite fatal (ANDREWES et al, 1968; GERMANO et al, 1977; FENNER et al, 1987; GERMANO et al, 1988).

Os carnívoros domésticos (cães e gatos) e os animais silvestres (morcegos, lobos e raposas) são os hospedeiros naturais do vírus e os responsáveis pela transmissão e persistência do vírus na natureza (CEPANZO, 1989a).

Após a penetração no organismo do novo hospedeiro, o vírus multiplica-se já no ponto de inoculação, normalmente no tecido muscular, antes de migrar para o Sistema Nervoso Central. As células infectadas do cérebro são destruídas e, quando um número suficiente tiver sido afetada os sinais clínicos de raiva começam a aparecer (FENNER et al, 1987 ; BEER, 1988; GERMANO, 1988).

Em infecções naturais, após replicação no tecido nervoso, o vírus difunde-se pelos nervos periféricos a outros tecidos, particularmente as glândulas salivares. Por isso, a saliva dos animais acometidos pela enfermidade é a origem mais comum da infecção quando de um ferimento por mordida (FENNER et al, 1987).

Segundo KAHRS (1981) e GERMANO (1988) os neurônios são as células alvo preferenciais para o vírus da raiva e, quando infectados, são identificados pela presença de inclusões citoplasmáticas visíveis após colorações histológicas ou pela prova de imunofluorescência.

Entre as distintas cepas de vírus rábico, observam-se pronunciadas diferenças quanto à capacidade infectante, propagação pelo organismo e patogenicidade (KAHRS, 1981; GIBBS, 1987).

A raiva animal, dependendo da cepa, distingue-se em duas formas: a furiosa e a paralítica. A primeira predomina em cães e manifesta-se principalmente devido a grande irritabilidade e agressividade, ao passo que a segunda afeta sobretudo os bovinos, observando-se marcada debilidade e paralisia dos membros posteriores (FENNER et al, 1987; BEER, 1988; GERMANO, 1988; CEPANZO, 1989a).

No ecossistema urbano, o cão tem sido o principal responsável pela manutenção e na maioria dos casos pela transmissão da raiva ao homem e a outros animais (MAYR & GUERREIRO, 1981; BEER, 1988; CÔRTES et al, 1988).

De acordo com a WORLD HEALTH ORGANIZATION (1987), 96% dos casos de raiva urbana na América Latina acontecem em cães e gatos, sendo estes os responsáveis por quase todos os casos humanos. Brasil e México são responsáveis por cerca de 2/3 dos casos de raiva urbana na América Latina.

Na América do Sul e Central, os bovinos desenvolvem uma forma paralítica de raiva chamada "Mal das Cadeiras". Esta é transmitida principalmente por morcegos hematófagos e é causa de grandes perdas econômicas, calculadas em torno de 1.000.000 cabeças/ano (FENNER et al, 1987). Estas perdas, por sua vez, mostram grande disparidade entre os casos relatados e o número real estimado, onde os casos reportados representam um percentual que pode variar de 3 a 60% da mortalidade.

Segundo a WORLD HEALTH ORGANIZATION (1987), a raiva bovina tem, na maioria das vezes, relacionado somente o número de casos clínicos, pois a distância dos laboratórios inviabiliza o envio de material para o diagnóstico.

A situação da raiva bovina no Brasil agravou-se devido aos constantes e desordenados desmatamentos que modificam o ecossistema e o habitat natural dos animais silvestres, levando-os a atacar rebanhos e populações humanas das áreas geográficas mais próximas (NOGUEIRA, 1988).

Através de dados do CEPANZO ( 1985, 1987a,b; 1988a,b; 1989a,b) ilustrados na tabela 1, tem-se a ocorrência da raiva no Brasil entre os anos de 1970 a 1989. Observa-se uma diminuição da raiva canina a partir de 1985, enquanto a casuística de raiva bovina aumentou entre 1981 e 1985 com posterior diminuição do numero de casos.

A prevenção da raiva baseia-se fundamentalmente na imunização ativa dos animais susceptíveis através de programas de vacinação em massa e no caso de cães, na captura e sacrifício dos errantes. Com referência aos morcegos, a caça e destruição dos mesmos constitui uma forma para acabar com a disseminação do vírus (GERMANO et al, 1982; BEER, 1988; NOGUEIRA, 1988; CEPANZO, 1989a).

Com relação a raiva canina, o diagnóstico clínico é difícil em razão da diversidade dos sinais que o animal infectado pode apresentar, tornando difícil a diferenciação de outras doenças que cursam com sinais neurológicos, tais como: Cinomose, Aujeszky, Hepatite Infecciosa Canina e Toxoplasmose (GERMANO et al, 1977).

Entre os métodos de diagnóstico destacam-se a Imunofluorescência direta, Inoculação em camundongos (prova biológica) e Histopatologia. A prova de Imunofluorescência direta (IFD) e a mais rápida para o diagnóstico e consiste na reação dos antígenos virais com anticorpos marcados com isotiocianato de fluoresceína, os quais aparecem ao microscópio de ultravioleta como partículas brilhantes de coloração verde maça ou amarelo-esverdeado sobre um fundo escuro (KAPLAN & KOPROWSKI, 1973). A inoculação em camundongos lactentes (prova biológica) consiste na inoculação intracerebral de uma suspensão de cérebro suspeito. A partir do 5° dia pós-inoculação, pode-se notar os primeiros sinais, no caso de material positivo. Neste caso, os camundongos podem apresentar pêlo arrepiado, hiperexcitabilidade, falta de coordenação nos posteriores, paralisia, prostração e morte (KAPLAN & KOPROWSKI, 1973). Baseado nos exames histopatológicos, através da coloração de hematoxilina e eosina (HE), a presença de meningoencefalite não-purulenta, focos de gliose, infiltração linfoplasmocitária e manguitos perivasculares podem ser conclusivos de raiva. A presença de corpúsculos de inclusão (NEGRI) é patognomônico de raiva, porém em torno de 15% dos casos estes não se mostram evidentes (KAPLAN & KOPROWSKI, 1973; WORD HEALTH ORGANIZATION, 1987).

O presente trabalho teve como objetivo o levantamento do número de casos suspeitos de raiva enviados ao Centro de Diagnóstico Veterinário da Universidade Federal de Santa Maria com relação a espécie mais afetada, número e percentual de animais positivos e comparação dos resultados entre as provas diagnósticas utilizadas.

MATERIAL E MÉTODOS

Foram analisados cento e oitenta e seis casos suspeitos de raiva animal, cujo material foi enviado para o Centro de Diagnóstico Veterinário da Universidade Federal de Santa Maria (CDV/UFSM) entre os anos de 1983 a 1990. O material (cérebro), provindo de diversas regiões do Estado, vinha acondicionado em gelo ou fixado em formol e após identificação era submetido a três provas para o diagnóstico da raiva: imunofluorescência direta, inoculação em camundongos e histopatologia.

Para a prova de imunofluorescência direta (IFD) foi utilizada a metodologia descrita por KAPLAN & KOPROWSKI (1973) com as seguintes adaptações: foi feito um "clap" do cérebro suspeito em uma lâmina de vidro identificada e posteriormente fixado em acetona durante 20 minutos à -18°C. Após foi colocado sobre a lâmina o conjugado^a marcado com fluoresceína. A seguir, a mesma foi colocada em uma câmara de água em estufa à 37°C durante 30 minutos. Passado este período foram feitas três lavagens em PBS (salina fosfatada tamponada) e três lavagens com água destilada para retirada dos cristais. Após secagem da lâmina, foi adicionada uma gota de glicerina e colocada a lamínula para então ser feita a observação em microscópio de ultravioleta. No caso de material positivo, foi visualizado uma fluorescência de cor amarelo-esverdeado. Coro controle da prova foi utilizada uma lâmina de material sabidamente positivo e observada juntamente com a de material suspeito, sendo o mesmo procedimento utilizado para amostra negativa.

Para a prova biológica (inoculação em camundongos) foi utilizada a técnica descrita por KAPLAN & KOPROWSKI (1973) na qual os camundongos eram inoculados ao 5° dia de vida. Após a inoculação, os animais eram observados diariamente para constatar possíveis anormalidades. Caso os animais não morressem ate o 21° dia pós-inoculação, os mesmos eram sacrificados, resultando em diagnóstico negativo para a raiva pela prova biológica. No caso de cérebro suspeito (testado) possuir vírus rábico, as manifestações geralmente apareciam após o 5° dia da inoculação. Os dados eram anotados em fichas, onde constava o número de animais inoculados, idade, dia da inoculação, registro do material inoculado, aparecimento dos primeiros sintomas (se positivo), morte dos animais e sacrifício dos mesmos.

Para o exame histopatológico, após a fixação do material em formol à 10%, este foi incluído em parafina para posterior coloração pela hematoxilina e eosina (HE). Através desta coloração foi possível notar, no caso de material positivo, uma meningoencefalite não-purulenta, focos de gliose e alteração nos neurônios compatíveis com raiva.

RESULTADOS

Na tabela 2 estão sumarizados os resultados, por espécie animal, das três provas utilizadas para o diagnóstico da raiva em materiais suspeitos enviados ao CDV/UFSM.

Através da tabela 3 podem ser comparados os resultados das três provas diagnosticas realizadas em 92 amostras, havendo uma concordância dos resultados em torno de 90%.

DISCUSSÃO

O estudo de 186 casos suspeitos de raiva animal cujo material foi enviado ao Centro de Diagnóstico Veterinário (CDV/UFSM) entre os anos de 1983 e 1990 demonstrou, pela prova de imunofluorescência direta (IFD), 30 (16,12%) casos positivos.

Os bovinos, com 78 materiais suspeitos, representando 41,93% do total, apresentaram 27 (34,61%) amostras positivas pela IFD.

No entender de NOGUEIRA (1988), os altos índices de raiva bovina freqüentemente encontrados, possivelmente sejam devidos à mudanças no ecossistema natural dos morcegos, fazendo com que estes animais ataquem os bovinos com mais intensidade, tornando desta maneira a raiva bovina a mais predominante conforme também demonstra o presente trabalho.

Apesar da predominância da raiva bovina, segundo o CEPANZO (1989a) e nesta pesquisa, os diagnósticos raramente revelam a situação epidemiológica real da enfermidade, pois muitas vezes já ocorreram mortes adicionais por raiva na propriedade ou região, e estes casos não são relatados.

Baseados em dados da WORLD HEALTH ORGANIZATION (1987a) demonstrados na tabela 1, tem-se a evolução do número de casos de raiva no Brasil podendo-se observar uma redução para todas as espécies, provavelmente devido à medidas profiláticas adotadas no país a partir da década de 80.

Com relação aos caninos, com 77 materiais suspeitos, representando 41,4% do total, somente foi diagnosticado um (1,30%) caso positivo à IFD. Uma amostra que resultou positiva pela histopatologia não pode ser processada para a IFD devido ao avançado estado de putrefação. Este baixo índice de positividade, provavelmente seja devido aos programas de vacinação canina realizados na região, demonstrando desta maneira a importância desta medida profilática. Cabe ressaltar que para ter-se idéia da situação epidemiológica real da raiva na região, seria necessário que, quando do envio de material, especialmente no caso de bovinos, fossem enviados dados relativos a casos similares que possam ter ocorrido anterior ou simultaneamente aos relatos e submetidos a diagnóstico. Isto permitiria uma avaliação mais precisa do número de casos de raiva realmente ocorridos.

A comparação entre as provas de Imunofluorescência direta, inoculação em camundongos e histopatologia de 92 amostras suspeitas de raiva resultaram em uma concordância em torno de 90% o que corrobora com os achados de GERMANO et al (1977), os quais encontraram índices acima de 95%. Embora a IC seja a prova mais sensível para o diagnóstico da raiva, um material positivo à IFD não demonstrou positividade quando da inoculação em camundongos, provavelmente devido à perda dos antígenos virais pela má conservação do material. Pela histopatologia, um material apresentou alterações compatíveis com raiva, porém não mostrou-se positivo à IFD e IC, possivelmente devido a outro agente viral ou à problemas relacionados com o material impossibilitando desta maneira a identificação do antígeno viral. Problemas de conservação de material podem levar a falsos negativos pela perda do antígeno viral. Um fator que também pode ser mencionado é a diferença entre o tempo de aparecimento dos sinais nos camundongos inoculados. Essa diferença, já observada por outros autores (GERMANO et al, 1977; KAPLAN & KOPROWSKI, 1973), pode ser devida a variação na quantidade de antígenos presentes no material utilizado para a preparação do inóculo ou perda de infectividade durante a preparação do material.

AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem gentilmente aos Professores do Setor de Patologia Veterinária da Universidade Federal de Santa Maria: Dr. Cláudio S. L. Barros, Dra. Dominguita L. Graça, Dr. Murilo Nogueira Santos, Dr. Paulo V. Peixoto e Dr. Severo Sales de Barros pela realização dos exames histopatológicos.

FONTES DE AQUISIÇÃO

a - Cedido pelo CEPANZO (1983-1986) - Instituto Pasteur (1986-1990).

²Médico Veterinário, Professor Titular do Departamento de Medicina Veterinária Preventiva e Departamento de Microbiologia e Parasitologia - Universidade Federal de Santa Maria - Pesquisador do CNPq.

³Zootecnista, Departamento de Microbiologia e Parasitologia da Universidade Federal de Santa Maria. 97.119 - Santa Maria - RS.

Aprovado para publicação em 21.05.91.

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¹

Médico Veterinário, Aluno do Curso de Pós-Graduação em Medicina Veterinária da Universidade Federal de Santa Maria - 97.119 - Santa Maria - RS.

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  26 Set 2014
• Data do Fascículo
  Abr 1991

Histórico

• Aceito
  21 Maio 1991