Qualidade microbiológica de ostras e de águas em manguezais de macromaré da costa amazônica (ilha de São Luís, MA), Brasil

Microbiological quality of oysters and water in macromarine mangrove swamps of the Amazon coast (Island of São Luís, MA), Brazil

Resumo

Com o objetivo de avaliar a qualidade microbiológica de águas e ostras de bancos naturais e ostreiculturas localizados na ilha de São Luís (MA), foram analisadas no período de setembro de 2020 a fevereiro de 2021 60 amostras, sendo 30 de água e 30 de ostras (Crassostrea sp.), coletadas diretamente com os marisqueiros e proprietários de cultivos nos municípios da ilha de São Luís. Para a determinação de coliformes totais e Escherichia coli nas amostras de água, foi utilizado o método rápido Colilert^®. A contagem de coliformes totais e termotolerantes em ostras foi realizada pelo método do número mais provável (NMP) e de E. coli por testes bioquímicos (Indol, VM, VP, Citrato). A enumeração de Staphylococcus coagulase positiva ocorreu pelo meio Baird Parker para isolamento e identificação, assim como por testes bioquímicos. A média geométrica do resultado da contagem de E. coli nas amostras de água variou entre 604,3 e 1.130,8 NMP/100 mL, indicando qualidade microbiológica insatisfatória. Quanto às amostras de ostras, oito (26,7%) das 30 amostras estavam impróprias para consumo, sendo quatro (13,3%) contaminadas por Salmonella sp. e E. coli, respectivamente. Segundo a Resolução da Diretoria Colegiada nº 331/19 e a Instrução Normativa nº 60 da Agência Nacional de Vigilância Sanitária, os resultados são preocupantes para a saúde pública, e recomendam-se ações mitigadoras, como o monitoramento regular da qualidade microbiológica da água.

Palavras-chave:
ostreicultura; Crassostrea sp; saúde pública; microrganismos

ABSTRACT

In order to evaluate the microbiological quality of water and oysters from natural banks and oyster farms located on the Island of São Luís, Maranhão (MA), 60 samples were analyzed from September 2020 to February 2021, 30 of water and 30 of oysters (Crassostrea sp.), collected directly from shellfish farmers and owners of oyster farms in the municipalities of the Island of São Luís, MA. For the determination of total coliforms and Escherichia coli in the water samples the Colilert® rapid method was used. For the enumeration of total and thermotolerant coliforms in oysters the Most Probable Number (MPN) method was used and E. coli by biochemical tests (Indol, MV, VP, Citrate). The enumeration of coagulase positive Staphylococcus was performed using Baird Parker medium for isolation and identification, as well as biochemical tests. The geometric mean result of E. coli counts in the water samples ranged from 604.3 to 1,130.8 MPN/100mL, indicating unsatisfactory microbiological quality. As for the oyster samples, 8 (26.7%) out of 30 samples were unfit for consumption, and 4 (13.3%) were contaminated by Salmonella sp. and E. coli, respectively. According to RDC No. 331/19 and IN No. 60 of ANVISA, the results are worrisome for public health and mitigating actions are recommended, such as regular monitoring of the microbiological quality of the water.

Keywords:
oyster farming; Crassostrea sp.; public health; microorganisms

INTRODUÇÃO

O crescimento desenfreado de aglomerações urbanas, bem como as limitações dos sistemas de planejamento e saneamento básico, vem originando sérios efeitos sobre os ambientes costeiros ao redor do mundo (MENEZES et al., 2019). Um dos principais impactos é o crescimento populacional nas cidades litorâneas, que nem sempre é assistido pela infraestrutura de saneamento básico e produz efluentes domésticos que são despejados diretamente ao mar, sem nenhum tratamento prévio (BALLESTEROS et al., 2016).

Os estuários são caracterizados como ecossistemas de grande importância por causa dos serviços ecológicos que fornecem, de modo que seus recursos lhes conferem a função de berçário para muitas espécies de peixes e invertebrados, porém os ambientes estuarinos apresentam suscetibilidade à pressão antrópica, resultando na destruição e perda imediata de hábitats (SCHNACK et al., 2018).

Os estados brasileiros, de forma geral, apresentam estrutura insatisfatória de saneamento. Em referência ao estado do Maranhão, apesar da grande riqueza de recursos hídricos, nos últimos anos, constatou-se o surgimento de diversos problemas ambientais nos corpos de água das suas principais bacias hidrográficas. O indicador de poluição dos rios e estuários mais recorrente é o despejo de efluentes domésticos, apontado por 36 municípios do estado (PIMENTA et al, 2020).

A qualidade higiênico-sanitária, tanto da água do mar quanto dos organismos utilizados como fonte de alimento, é de extrema relevância, porquanto a ingestão de alimentos e/ou água contaminados por microrganismos patogênicos causa ao consumidor vários problemas, como as doenças diarreicas (GOMES et al., 2017). Entre os anos de 2009 e 2018, pescados, frutos do mar e processados corresponderam a 2,1% dos alimentos envolvidos nos 4.499 surtos notificados (BRASIL, 2019b).

Os moluscos bivalves, tais como as ostras, as vieiras e os mexilhões, são organismos filtradores dinâmicos de água para a obtenção de oxigênio e nutrientes, reconhecidos como ótimos bioindicadores de poluentes marinhos costeiros (SALLES; MACEDO; FIGUEIREDO, 2017; ARAÚJO; RAMALHO; MELO, 2020). Quaisquer contaminantes presentes na água, podendo ser de origem biológica (como vírus, bactérias, toxinas e parasitas) e de origem química (como antibióticos, resíduos de pesticidas e até metais pesados), são filtrados e permanecem acumulados em seus tecidos (ARAÚJO et al., 2016).

Diversas pesquisas relatam a contaminação por microrganismos patogênicos em tecidos moles de ostras, como: Aeromonas sp. (FIGUERAS et al., 2017; RIBEIRO et al., 2020), Escherichia coli (MIOTTO et al., 2019; OLIVEIRA et al., 2020), Staphylococcus coagulase positiva (SILVA et al., 2020), Salmonella sp. (FANG et al., 2015; CABRAL et al., 2017) e Vibrio sp. (AUDEMARD; KATOR; REECE, 2018; SHEN et al., 2019), evidenciando o risco à saúde pública. Os dados de Oliveira et al. (2020), Ribeiro et al. (2020) e Silva et al. (2020) demonstram a qualidade microbiológica insatisfatória de ostras em estuários amazônicos extraídas de bancos naturais ou ostreiculturas,contudo a presente pesquisa leva em consideração ambas as vertentes.

O extrativismo de moluscos bivalves é uma prática de importância econômica em diversas comunidades costeiras no nordeste brasileiro, dado que cerca de 50 mil pessoas vivem exclusivamente da retirada de moluscos como a ostra (Crassostrea gasar), o sarnambi (Anomalocardia brasiliana) e o sururu (Mytella falcata e Mytella guyanensis) em manguezais e estuários (PEREIRA et al., 2017).

A maricultura apareceu como alternativa que contribui para a minimização das desigualdades sociais, criação de postos de trabalho e, por conseguinte, geração de renda para essas comunidades. A aquicultura, por intermédio da maricultura sustentável, pode favorecer a diminuição da fome e da pobreza nas regiões litorâneas, tornando-se importante fonte de renda (SILVA et al., 2021). Ressalta-se que as regiões de produção de moluscos estão frequentemente localizadas em águas costeiras e águas rasas de sistemas estuarinos, as quais sofrem influência de diversos fatores ambientais e antrópicos que apresentam variabilidade espacial e temporal (FREITAS et al., 2017).

Os padrões microbiológicos da qualidade de alimentos, incluindo os de origem marinha, tais como peixes, moluscos e crustáceos, são regulamentados pela Resolução da Diretoria Colegiada (RDC) da Agência Nacional de Vigilância Sanitária nº 331/19 (BRASIL, 2019c) e pela Instrução Normativa nº 60/19 (BRASIL, 2019a), baseando-se nas densidades de Escherichia coli e na presença/ausência de Salmonella sp. A qualidade de águas destinadas à criação de moluscos bivalves voltados à consumação humana, incluindo salobras e salgadas, é avaliada por meio da Resolução do Conselho Nacional do Meio Ambiente (CONAMA) nº 357/05, que considera como parâmetros os coliformes termotolerantes e a Escherichia coli (CONAMA, 2005).

Diante do exposto, esta pesquisa objetivou avaliar a qualidade microbiológica de águas e ostras coletadas em bancos naturais e cultivos localizados em áreas de manguezais na ilha de São Luís. Buscou também correlacionar parâmetros ambientais com a contaminação da água dos estuários por fatores antrópicos, considerando a grande importância ecológica das regiões de mangue e o desenvolvimento socioeconômico das comunidades costeiras.

METODOLOGIA

Caracterização da área de estudo

A ilha de São Luís (Figura 1) está localizada entre as coordenadas 02º24’09”S-02º46’13”S e 44º01’20”W-44º29’47”W, tendo como limites, a oeste, a baía de São Marcos; a leste, a baía de São José; ao sul, o Estreito dos Mosquitos; e, ao norte, o Oceano Atlântico. A divisão político-administrativa atual define a compos ção territorial da ilha de São Luís em quatro municípios: Paço do Lumiar, São José de Ribamar, São Luís e Raposa (RIBEIRO; CASTRO, 2016).

Figura 1
Localização da ilha de São Luís do Maranhão.

A pesquisa foi realizada durante os meses de setembro de 2020 a março de 2021. Foram feitas visitas (via transporte terrestre e via embarcação a motor) aos municípios da ilha de São Luís, para reconhecimento da área em estudo, localização das comunidades que cultivam ostras, assim como identificação dos bancos naturais para extração dos moluscos bivalves.

Foram determinados cinco pontos de coleta, escolhidos com base em estudos anteriores e por conveniência logística, sendo três em bancos naturais e dois em ostreiculturas. Para bancos naturais, destacam-se os pontos: Porto do Cumbique (2º27’540”S e 44º07’524”W) e Porto do Timbuba (2º31’164”S e 44º04’165”W), do município de Paço do Lumiar; e Araçagy Velho (2º27’407”S e 44º09’249”W), do município de São Luís. Enquanto os pontos de ostreiculturas foram: Estuário do Rio Cururuca (2°29’51.06”S e 44°3’14.67”O), do município de São José de Ribamar; e Ilha das Ostras (2º25’40”S e 40º05’44”W), do município da Raposa, e ambos os pontos utilizam a técnica de cultivo em balsas nos respectivos estuários.

Após as visitas aos cinco pontos de extração e cultivo das ostras, ocorreram seis expedições, em intervalos mensais, em cada local para a coleta das amostras de água e de ostras, totalizando 30 amostras de ostras e 30 de água. Cada amostra de água foi composta de 100 mL, acondicionada em frascos de vidro estéril de 500 mL graduados. A amostra de ostra foi composta de 12 unidades de organismos maduros prontos para consumação, acondicionada em saco Ziplock para alimentos, de acordo com Kaysner e Depaola Junior (1998). Em seguida, as amostras de água e ostras foram armazenadas separadamente em caixas isotérmicas, sob refrigeração, e transportadas para o Laboratório de Pesquisa em Controle de Qualidade de Alimentos e Água da Universidade Estadual do Maranhão, para imediata realização das análises microbiológicas.

Análises microbiológicas da água de extração e cultivo das ostras

Para a determinação de coliformes totais e Escherichia coli nas amostras de água coletadas dos locais de extração e cultivo de ostra, 10 mL de cada amostra foi diluído em 90 mL de água destilada estéril, perfazendo 100 mL, segundo a metodologia recomendada pela American Public Health Association (APHA, 2012). A análise foi realizada por meio do método rápido Colilert®, conforme as instruções do fabricante.

Para a medição de pH das amostras de água, foi utilizado o pHmetro mPA210 da marca MS Tecnopon®. Os dados de temperatura e pluviometria referentes aos meses de setembro, outubro, novembro e dezembro de 2020 e janeiro e fevereiro de 2021 foram cedidos pelo Núcleo Geoambiental da Universidade Estadual do Maranhão.

Análises microbiológicas das amostras de ostras

Os exemplares coletados foram higienizados sob água corrente para a remoção de organismos incrustantes e sedimentos aderidos na região externa. Após a lavagem, as ostras foram abertas com auxílio de espátula estéril e acondicionadas em béqueres esterilizados para pesagem da carne e líquido intravalvar.

Enumeração de coliformes totais, termotolerantes e Escherichia coli

Para cada amostra, foi pesado 25 g de tecido e adicionada 225 mL de água peptonada para homogenização por alguns minutos em velocidade reduzida (diluição 10^-1), e diluições decimais da diluição 10^-1 em diante foram preparadas em tubos contendo 9 mL de água peptonada. Alíquotas de 1 mL de cada diluição foram transferidas para séries de três tubos contendo caldo lauril sulfato de sódio com tubos de Durham invertidos. Os tubos foram incubados a 35 + 1°C por 24 e 48 horas, e uma alçada de cada tubo apresentando crescimento e produção de gás foi semeada em tubos contendo 10 mL de caldo verde bile brilhante 2% e caldo Escherichia coli, com tubos de Durham invertidos (APHA, 2012).

Os tubos contendo caldo VB foram incubados a 35°C por 24 e 48 horas, enquanto tubos de E.C. foram incubados por 24 e 48 horas a 45°C em banho-maria. A formação de gás nos tubos de caldo VB indicou a presença de coliformes totais, sendo o resultado expresso em número mais provável (NMP) de coliformes totais por grama de ostras. Para a contagem de E. coli, os tubos de E.C. com gás foram repicados para placas contendo ágar eosina azul de metileno-EMB e incubadas a 35°C. Após 24 horas, colônias negras com ou sem brilho metálico, sugestivas de E. coli, foram identificadas por testes bioquímicos (Indol, VM, VP, citrato), conforme a técnica descrita por Vanderzant e Splittstoesser (1992).

Contagem de Staphylococcus coagulase positiva

Com as diluições decimais (10^-1, 10^-2, 10^-3), alíquotas de 0,1 mL de cada diluição foram semeadas sobre a superfície de placas contendo ágar Baird-Parker. Telurito de potássio e gema de ovo foram adicionados e distribuídos em toda a placa com auxílio de alça de Drigalski e incubados em estufa bacteriológica a 35°C por 48 horas. Após esse período, foi realizada a contagem do número de colônias típicas do gênero (circulares, pretas ou cinza escuras, com 2-3 mm de diâmetro, lisas convexas, com bordas perfeitas e esbranquiçadas, rodeadas por uma zona opaca e, frequentemente, por um halo transparente estendendo-se para além da zona opaca). As colônias típicas do gênero Staphylococcus foram submetidas à prova de catalase. As colônias catalase positivas foram transferidas para caldo cérebro-coração e incubadas a 37°C por 24 horas. Posteriormente, foi realizado o teste de coagulase utilizando o plasma de coelho liofilizado (SILVA et al., 2017).

Pesquisa de Salmonella sp.

Para a pesquisa de Salmonella sp., foi pesada 25 g de cada uma das amostras de ostras e adicionada a um volume de 225 mL de água peptonada tamponada (pré-enriquecimento). Os fracos foram incubados a 36°C por 24 horas, e, em seguida, realizou-se o enriquecimento seletivo utilizando os caldos Rappaport Vassiliadis e selenito cistina, que foram incubados a 37°C por 24 horas. Após o período de incubação, fez-se o plaqueamento em meios seletivos (ágar Salmonella-Shigella e ágar xilose lisina desoxicolato). As placas foram incubadas a 36°C. Após o período de incubação, foram feitos os testes bioquímicos utilizando os meios tríplice açúcar ferro (TSI) e ágar lisina de ferro (LIA), segundo a metodologia preconizada pela APHA (2012).

Pesquisa de Aeromonas sp.

Foi pesada e adicionada 25 gramas da amostra em 225 mL do caldo tripticase soja (TSA), em ampicilina (30 mg/L). Os frascos foram incubados a 28°C por 24 horas. Após esse período, foram semeadas alíquotas do crescimento bacteriano em placas contendo ágar vermelho de fenol-amido-ampicilina (MAJEED; EGAN; MACRAE, 1990; PALUMBO et al., 1992) e ágar dextrina-ampicilina, segundo Havelaar e Vonk (1988), adicionadas de ampicilina (10 mg/L).

Para identificação presuntiva do gênero pelo isolamento, foram selecionadas até três colônias típicas (coloração amarelada com halo transparente em virtude da hidrólise do amido ou da dextrina), em cada um dos meios utilizados que foram inoculados em TSA. Após incubação, foi realizada a coloração pelo método de gram, e as colônias típicas foram repicadas em ágar tríplice açúcar ferro (TSI) (SAAD; IARIA; FURLANETTO, 1995), sendo consideradas positivas no TSI as culturas que apresentaram reação ácida, tanto na base como no bisel, com ou sem a formação de gás e sem produção de sulfeto de hidrogênio (H₂S). As culturas positivas foram submetidas à prova de oxidase e catalase.

As cepas positivas nesses dois testes foram consideradas como pertencentes ao gênero Aeromonas, sem a realização dos testes complementares de motilidade e de resistência ao agente vibriostático O/129, adaptado de Silva et al. (2010). Em seguida, tais cepas foram submetidas às provas bioquímicas para a identificação das espécies (Aeromonas schubertii, A. caviae, A. trota, A. hydrophila, A. jandaei, A. veronii biovar veronii), segundo a chave de identificação Aerokey II (CARNAHAN; BEHRAM; JOSEPH, 1991).

Pesquisa de Vibrio sp.

Para a pesquisa de Vibrio sp., foram utilizados métodos adaptados do Bacteriological Analytical Manual Online (ELLIOT et al., 2001), com modificações segundo a ISO/TS-21872-1, em relação à temperatura. Realizaram-se os enriquecimentos homogeneizando-se 25 g de amostras de ostras em 225 mL de água peptonada salina alcalina (APWA 3% NaCl). Os fracos foram incubados em estufa bacteriológica a 42°C por 18-24 horas. Com o crescimento bacteriano em APWA, coletou-se uma alçada do cultivo, a qual foi semeada em placas contendo ágar tiossulfato citrato bile sacarose. Estas foram incubadas a 45°C por 18-24 horas. Após o crescimento, foram selecionadas três ou quatro colônias não fermentadoras de sacarose (caracterizadas por colônias verdes), as quais foram submetidas aos testes bioquímicos para confirmação.

Análise estatística

Todos os dados coletados foram compilados e analisados em planilhas do programa Microsoft Excel® 2019. Além disso, foram feitas análises de estatística básica descritiva e correlação de Pearson, entre as variáveis ambientais e bacteriológicas da água e ostras, utilizando-se os softwares Bioestat 5.3 e Statistica 10.

RESULTADOS

Verificou-se que a média geométrica de coliformes totais na água oscilou de 1.587,75 a 2.302 NMP/100 mL, enquanto o seu percentil 90% se manteve constante em 2.420 NMP/100 mL. Para a contagem de E. coli nas amostras de água, os valores encontrados foram de 604,29 a 1.130,79 NMP/100 mL. Já o seu percentil variou entre 1.729 e 2.420 NMP/100 mL, conforme apresentado na Tabela 1 e Figura 2.

Tabela 1
Contagem do número mais provável de coliformes totais e Escherichia coli em amostras de água destinadas ao extrativismo e cultivo de ostras na ilha de São Luís (MA).

Local de coleta	Coliformes totais NMP/100 mL	Percentil 90%	E. coli NMP/100 mL	Percentil 90%
IO	1.990,8 ± 681,8	2.420	1.130,8 ± 1.029,5	2.420
PT	1.587,7 ± 909,2	2.420	962,0 ± 828,9	2.227,5
PC	2.302,0 ± 256,0	2.420	788,0 ± 697,8	1.729,0
ERC	2.260,4 ± 331,9	2.420	821,0 ± 1.057,0	2.419,8
AV	2.230,3 ± 382,5	2.420	604,3 ± 1.214,9	2.420

• IO: Ilha das ostras; ERC: Estuário do Rio Cururuca; PT: Porto do Timbuba; PC: Porto do Cumbique; AV: Araçagy Velho; NMP: número mais provável.

Figura 2
Determinação do número mais provável de Escherichia coli em amostras de água destinadas ao extrativismo e cultivo de ostras na ilha de São Luís (MA).

O pH foi aparentemente constante, evidenciando que a água de cultivo e de extração de ostras na área de estudo é neutra, variando de 6,8 a 7,6 (Figura 3). Verificou-se também neste estudo o nível de correlação existente entre os parâmetros ambientais e bacteriológicos da água. Os testes de correlação demonstraram que a temperatura foi o parâmetro que apresentou correlação moderada com os valores de pH, baixa correlação com a concentração de coliformes totais, com exceção do ponto Araçagy velho, que apresentou forte correlação negativa, e baixa correlação com a concentração de E. coli. Ressalta-se que as correlações com valores negativos são um indicativo de que, quanto maior a temperatura, menor tende a ser o NMP de coliformes totais (Tabela 2).

Figura 3
Valores da média geométrica de pH em amostras de água destinadas ao extrativismo e cultivo de ostras na ilha de São Luís (MA).

Tabela 2
Valores de correlação de Pearson existentes entre temperatura, pH e perfil microbiológico das amostras de água destinadas ao extrativismo e cultivo de ostras na ilha de São Luís (MA).

Local de coleta	Parâmetro	pH	Coliformes totais NMP/100 mL	Escherichia coli NMP/100 mL
IO	Temperatura	0,4605	0,1085	-0,4487
PT		0,5614	0,1085	-0,0819
PC		0,6062	0,1085	-0,2704
ERC		0,6325	0,1085	-0,2225
AV		0,6333	-0,8677	-0,3145

• IO: Ilha das ostras; ERC: Estuário do Rio Cururuca; PT: Porto do Timbuba; PC: Porto do Cumbique; AV: Araçagy Velho; NMP: número mais provável.

O parâmetro pluviometria apresentou alta correlação negativa com os valores de pH para os pontos Porto do Cumbique e Estuário do Rio Cururuca, demonstrando que, quanto maior o índice pluviométrico, menor o pH tende a ser. Apresentou também fraca correlação entre concentrações de coliformes totais e E. coli nas amostras de água analisadas, conforme indica a Tabela 3.

Tabela 3
Valores de correlação de Pearson existentes entre pluviometria, pH e perfil microbiológico das amostras de água destinadas ao extrativismo e cultivo de ostras na ilha de São Luís (MA).

Local de coleta	Parâmetro	pH	Coliformes totais NMP/100 mL	Escherichia coli NMP/100 mL
IO	Pluviometria	-0,239	-0,0448	0,2205
PT		-0,4872	-0,0448	0,3584
PC		-0,9394	-0,0448	0,0409
ERC		-0,8327	-0,0448	-0,3995
AV		-0,5577	0,2831	0,2901

• IO: Ilha das ostras; ERC: Estuário do Rio Cururuca; PT: Porto do Timbuba; PC: Porto do Cumbique; AV: Araçagy Velho; NMP: número mais provável.

A correlação entre as variáveis temperatura e precipitação acumulada indica que elas são inversamente proporcionais. Isto é, quando uma das variáveis aumenta, a outra, em média, diminui, sendo inversamente relacionadas (Figura 4).

Figura 4
Scatterplot da distribuição da temperatura (°C) vs. precipitação acumulada 24 h(mm).

Os resultados de coliformes totais e termotolerantes encontrados nas amostras de ostras variaram entre 5,9 e 71,9 NMP/g e 2,7 e 12,4 NMP/g, respectivamente. A contagem de E. coli ocorreu em apenas uma das amostras de cada ponto de coleta, com exceção do Estuário do Rio Cururuca, em que não houve o isolamento do microrganismo. Além disso, nenhum dos isolados de Staphylococcus mostrou atividade para a enzima coagulase. Os dados da contagem de E. coli em tecidos de ostras estão expressos na Figura 5.

Figura 5
Box-Plot da enumeração de Escherichia coli em tecidos de ostras provenientes de bancos naturais/cultivos da ilha de São Luís (MA).

Para a pesquisa de Vibrio sp., nenhum dos isolados apresentou características pertencentes ao gênero. Para a pesquisa de Salmonella sp., quatro (13,3%) dos isolados apresentaram características sugestivas do gênero. Para a pesquisa de Aeromonas sp., foram isoladas e identificadas três espécies: Aeromonas hydrophila (56,7%), Aeromonas caviae (36,7%) e Aeromonas trota (3,3%), conforme mostra a Tabela 4.

Tabela 4
Pesquisa de Vibrio sp., Aeromonas sp. e Salmonella sp. em amostras de ostras provenientes de bancos naturais/cultivos da Ilha de São Luís (MA).

Amostra	Vibrio sp.	Salmonella sp.	Aeromonas sp.
I.O 1	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
I.O 2	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
I.O 3	Ausência	Ausência	Aeromonas caviae
I.O 4	Ausência	Ausência	Aeromonas caviae
I.O 5	Ausência	Ausência	Aeromonas caviae
I.O 6	Ausência	Presença	Aeromonas hydrophila
P.T 1	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
P.T 2	Ausência	Presença	Aeromonas hydrophila
P.T 3	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
P.T 4	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
P.T 5	Ausência	Ausência	Aeromonas trota
P.T 6	Ausência	Presença	Aeromonas hydrophila
P.C 1	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
P.C 2	Ausência	Ausência	Ausência
P.C 3	Ausência	Ausência	Aeromonas caviae
P.C 4	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
P.C 5	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
P.C 6	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
E.R.C 1	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
E.R.C 2	Ausência	Presença	Aeromonas caviae
E.R.C 3	Ausência	Ausência	Aeromonas caviae
E.R.C 4	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
E.R.C 5	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
E.R.C 6	Ausência	Ausência	Aeromonas caviae
A.V 1	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
A.V 2	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila
A.V 3	Ausência	Ausência	Aeromonas caviae
A.V 4	Ausência	Ausência	Aeromonas caviae
A.V 5	Ausência	Ausência	Aeromonas caviae
A.V 6	Ausência	Ausência	Aeromonas hydrophila

• IO: Ilha das ostras; ERC: Estuário do Rio Cururuca; PT: Porto do Timbuba; PC: Porto do Cumbique; AV: Araçagy Velho.

DISCUSSÃO

Conforme a Resolução Conama nº 357/2005, alterada pela Resolução nº 410/2009 e pela Resolução nº 430/2011, as amostras de água dos cinco pontos de coleta deste estudo estão em desacordo com a legislação, pois apresentaram qualidade microbiológica insatisfatória quando comparados os valores da média geométrica e de percentil 90% de E. coli (Tabela 1) com os valores limites (≤ 43 NMP/100 mL e ≤ 88 NMP/100 mL, respectivamente) da legislação vigente para águas salinas de cultivo de moluscos bivalves destinados ao consumo humano.

Entre as amostras de água analisadas referentes ao mês de fevereiro, os pontos Porto do Timbuba, Estuário do Rio Cururuca e Araçagy Velho apresentaram o NMP de E. coli satisfatório, conforme o permitido pela legislação. Esse dado indica uma possível relação entre a colimetria da água dos estuários e o período chuvoso característico do clima regional, uma vez que o mês de fevereiro alcançou o maior índice de chuva em comparação com os outros meses.

No Brasil, ao realizar o monitoramento das águas de cultivo e de extrativismo de ostras, os resultados são similares, principalmente quanto à alta densidade de coliformes encontrados na água, como descrito por Figueiredo et al. (2015), que avaliaram a concentração de coliformes totais e termotolerantes em águas de cultivo de ostras do mangue (Crassostrea rhizophorae) em região estuarina no município de Salinópolis (PA) e encontraram valores elevados de coliformes totais em que a média variou de 4,5 × 101 a 2,5 × 103 NMP/100 mL e de 1,7 a 7,1 NMP/100 mL para termotolerantes. Também, Ballesteros et al. (2016), em sua pesquisa com ostras Crassostrea sp. em Cananeia (SP), encontraram densidade de coliformes termotolerantes de até 458 NMP/100 mL para água de extração.

Nesse cenário, para a ilha de São Luís, não foram encontrados dados microbiológicos oficiais sobre a qualidade da água dos estuários que abastecem a região. Os dados de monitoramento da qualidade da água disponibilizados por órgãos competentes abordam somente parâmetros físico-químicos, contudo os resultados desta pesquisa corroboram os de Pereira et al. (2017), os quais verificaram que as águas de estuários destinados à extração de mariscos nos municípios de São José de Ribamar, Raposa e Paço do Lumiar (São Luís) apresentaram qualidade microbiológica insatisfatória por causa da alta concentração de E. coli presente na água.

A elevada contaminação da água dos estuários por coliformes fecais, bem como a presença de E. coli, indica que a possível origem da contaminação seja a falta de saneamento básico das comunidades ribeirinhas, onde ocorre o despejo irregular de esgoto doméstico diretamente nos estuários.

Em relação ao parâmetro pH, as médias variaram entre 6,8 e 7,6, estando em conformidade com a legislação Conama nº 357 (CONAMA, 2005) para as águas salobras e salgadas (pH = 6,5 a 8,5), como indica a Figura 2. Esses resultados são semelhantes aos encontrados por Silva et al. (2020), em que o pH das amostras de água de cultivo de ostras no estuário amazônico do estado do Pará variou entre 6,7 e 7,2.

Quanto à temperatura, a baixa correlação entre essa variável e dados de contaminação da água por coliformes totais e E. coli (Tabela 2) corrobora os achados de Silva et al. (2003), ao verificarem baixo coeficiente da correlação de Pearson entre os dados de temperatura e a concentração de coliformes totais e termotolerantes em tecidos moles de ostras do estuário do Rio Cocó, em Fortaleza (CE). Portanto, a variação de temperatura aparenta não ter efeito direto sobre a colimetria presente na coluna de água, tampouco os coliformes acumulados nos tecidos de ostras.

Sobre o parâmetro pluviométrico, a baixa correlação entre esse fator ambiental e os dados colimétricos das amostras de água (Tabela 3) se contrapõe aos de outros estudos realizados no Brasil que demonstram a relação direta entre a concentração de coliformes em águas e os níveis pluviométricos. Farias et al. (2010), Doi, Barbieri e Marques (2014) e Barbieri et al. (2017) verificaram que os valores em NMP de coliformes tanto na água de cultivo ou extração como nos tecidos moles de moluscos bivalves foram mais elevados principalmente na estação chuvosa.

A obtenção de alimento dos moluscos bivalves por filtração da água, além de acumular o fitoplâncton que representa sua principal fonte nutricional, também acumula substâncias como metais pesados, pesticidas, biotoxinas e enterobactérias como Salmonella e E. coli, as quais são frequentemente associadas a surtos alimentares (GRISE et al., 2020).

Em ostras, a contagem de Staphylococcus coagulase positiva foi nula. Esse dado é animador para a saúde pública, visto que há espécies desse gênero de bactérias com capacidade de produzir a enzima coagulase, responsável por causar intoxicações alimentares. Os resultados desta pesquisa corroboram os achados de Trombeta e Normande (2017), os quais não isolaram Staphylococcus coagulase positiva em amostras de ostras provenientes de quatro áreas de cultivo no litoral de Alagoas.

O grupo dos coliformes está diretamente relacionado com as condições higiênico-sanitárias insatisfatórias, e sua presença sugere provável contaminação por microrganismos patogênicos nos alimentos. A contagem de coliformes em ostras (Tabela 4) está em consonância com a pesquisa realizada por Doi, Oliveira e Barbieri (2015), ao determinar a concentração de coliformes em tecidos de ostras de cultivo extraídas no município de Cananeia. Os resultados apresentaram os valores médios de 18,78 NMP/g para coliformes totais e 15,53 NMP/g para coliformes termotolerantes.

Para a enumeração de E. coli (Tabela 4), quatro (13,3%) amostras apresentaram contagem de E. coli acima dos limites estabelecidos pela RDC nº 331 e a Instrução Normativa nº 60, da Agência Nacional de Vigilância Sanitária (BRASIL, 2019a), a qual dispõe que a cada cinco amostras analisadas quatro devem exibir contagem limite de 2,3 UFC/g e por uma amostra é permitido exceder esse valor até 7 UFC/g em 25 g de amostra. Para pesquisa de Salmonella sp. (Tabela 4), quatro (13,33%) amostras apresentaram características que sugerem a presença do gênero. A mesma legislação preconiza que moluscos bivalves consumidos crus devem apresentar ausência de Salmonella sp. em 25 g de amostra.

Desse modo, oito das 30 (26,7%) amostras de ostras analisadas estão impróprias para o consumo humano. Todos os cinco pontos de coleta apresentaram eventualmente alguma amostra de ostras contaminada por E. coli e/ou Salmonella sp., o que inviabiliza o seu consumo e representa risco à saúde dos consumidores. A presença de E. coli indica contaminação de origem fecal, provavelmente em razão do despejo irregular de efluentes domésticos nos estuários próximos aos pontos de cultivo e extração dos moluscos bivalves.

Os resultados para a enumeração de E. coli e pesquisa de Salmonella sp. em ostras estão alinhados com dados descritos por Cabral et al. (2017), ao verificarem a presença tanto de E. coli como de Salmonella sp. em ostras Crassostrea rhizophorae extraídas de áreas de mangue na ilha do Lameirão (ES). Por outro lado, divergem dos achados por Santos et al. (2015), os quais observaram somente a presença de E. coli e a ausência de Salmonella sp. em ostras Crassostrea rhizophorae cultivadas em estuários de Taperoá (BA).

Em relação à pesquisa de Vibrio sp., a ausência das principais espécies de Vibrios patogênicos nas amostras (Tabela 5) é um achado relevante, entretanto vale ressaltar a importância da realização de todos os testes bioquímicos descritos na metodologia, já que houve adaptação desta. Sugere-se também a utilização de kits rápidos de provas bioquímicas, assim como métodos moleculares complementares para confirmação dos resultados.

Sobre a pesquisa de Aeromonas sp., o elevado percentual de contaminação (96,7%) desse microrganismo nas amostras de ostras (Tabela 5) pode estar relacionado ao seu hábitat aquático, o qual pode ser isolado tanto de água doce como de água marinha ou salobra. Assim, a disponibilidade de matéria orgânica na água pode favorecer sua proliferação e, consequentemente, a contaminação dos moluscos bivalves por filtração. A presença desse patógeno é preocupante, visto que este é responsável por surtos de gastroenterites veiculados por alimentos (ZHANG et al., 2012; LOPES et al., 2015). Os resultados desta pesquisa estão de acordo com os de Ribeiro et al. (2020), que verificaram por cultura e provas bioquímicas a presença de A. hydrophila em amostras de ostras coletadas em quatro portos da ilha de São Luís.

Dessa forma, as áreas de estudo desta pesquisa estão próximas aos ambientes urbanos que impactam os ecossistemas aquáticos e, consequentemente, a qualidade microbiológica das ostras. Além disso, falhas na cadeia produtiva do molusco, nas etapas de acondicionamento, transporte e beneficiamento do produto, também contribuem para esse cenário. Portanto, uma das alternativas que pode ser adotada é a utilização de tratamentos térmicos dos moluscos bivalves antes da comercialização, assim como recomendado pelo Programa Nacional de Controle Higiênico-Sanitário de Moluscos Bivalves (SOUZA; PETCOV; NOVAES, 2015).

CONCLUSÕES

Esta pesquisa consiste em um estudo pontual que serve de base para futuros trabalhos de monitoramento ambiental e sanitário na região. Assim, concluiu-se que a água utilizada no extrativismo e cultivo de ostras na ilha de São Luís apresenta qualidade microbiológica insatisfatória para ser utilizada na cadeia produtiva desse molusco. Adicionalmente, as ostras produzidas na ilha de São Luís apresentam riscos de veicular microrganismos patogênicos para o consumidor, principalmente A. hydrophila, A. caviae, E. coli e Salmonella sp. Dessa, forma, recomendam-se a implantação das boas práticas de fabricação, o uso de processos térmicos (depuração) na cadeia produtiva das ostras e a adoção do monitoramento regular da qualidade microbiológica da água.

• Financiamento: Fundação de Amparo à Pesquisa e ao Desenvolvimento Científico e Tecnológico do Maranhão.

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Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  05 Maio 2023
• Data do Fascículo
  2023

Histórico

• Recebido
  06 Mar 2022
• Aceito
  02 Fev 2023