Flavonóides glicosilados das folhas e flores de Bauhinia forficata (Leguminosae)

Flavonoids glycosides from leaves and flowers of Bauhinia forficata (Leguminosae)

Resumo

From the leaves of Bauhinia forficata kaempferol and four flavonoid glycosides, 3,7-di-O-alpha-L-rhamnopyranosylkaempferol, 3,7-di-O-alpha-L-rhamnopyranosylquercetin, 3-O-[alpha-L-rhamnopyranosyl-(1->6)-beta-D-glucopyranosyl]-7-O-alpha-L-rhamnopyranosylkaempferol and 3-O-[alpha-L-rhamnopyranosyl-(1->6)-beta-D-glucopyranosyl]-7-O-alpha-L-rhamnopyranosylquercetin were obtained. From the flowers only the flavonoid 7-O-alpha-L-rhamnopyranosylkaempferol was isolated. The structures were established by chemical and spectroscopic methods.

Bauhinia forficata; Leguminosae; flavonoid glycosides

Bauhinia forficata; Leguminosae; flavonoid glycosides

ARTIGO

Flavonóides glicosilados das folhas e flores de Bauhinia forficata (Leguminosae)

Flavonoids glycosides from leaves and flowers of Bauhinia forficata (Leguminosae)

Moacir Geraldo PizzolattiI, ^*; Anildo Cunha Jr.^I; Bruno Szpoganicz^I; Eliandra de Sousa^I; Raimundo Braz-Filho^II; Jan Schripsema^II

^IDepartamento de Química, Universidade Federal de Santa Catarina, CP 476, 88040-900 Florianópolis - SC

^IISetor de Química de Produtos Naturais, Universidade Estadual do Norte Fluminense, Av. Alberto Lamego, 2000, 28015-620 Campos - RJ

ABSTRACT

From the leaves of Bauhinia forficata kaempferol and four flavonoid glycosides, 3,7-di-O-a-L-rhamnopyranosylkaempferol, 3,7-di-O-a-L-rhamnopyranosylquercetin, 3-O-[a-L-rhamnopyranosyl-(1®6)-b-D-glucopyranosyl]-7-O-a-L-rhamnopyranosylkaempferol and 3-O-[a-L-rhamnopyranosyl-(1®6)-b-D-glucopyranosyl]-7-O-a-L-rhamnopyranosylquercetin were obtained. From the flowers only the flavonoid 7-O-a-L-rhamnopyranosylkaempferol was isolated. The structures were established by chemical and spectroscopic methods.

Keywords:Bauhinia forficata; Leguminosae; flavonoid glycosides.

INTRODUÇÃO

Bauhinia forficata Link (Leguminosae), uma das cerca de 300 espécies do gênero Bauhinia, apresenta-se como uma árvore de porte médio, encontrada do Rio de Janeiro ao Rio Grande do Sul, possuindo folhas uncinadas com formato semelhante a uma pata de vaca, flores brancas e frutos do tipo vagem linear¹. Algumas espécies do gênero Bauhinia são utilizadas na medicina folclórica da África, Ásia e América para o tratamento de várias doenças². A infusão das folhas de Bauhina forficata é utilizada na medicina popular brasileira como agente diurético, hipoglicemiante, tônico, depurativo, no combate à elefantíase e na redução da glicosúria¹. Apesar da atividade hipoglicemiante desta espécie ter sido destacada há muito tempo^3-5, poucos estudos foram realizados seja com respeito às suas atividades ou fitoquímica. O gênero Bauhinia é caracterizado pelo acúmulo de flavonóides livres e glicosilados^6-10 sendo que de B. forficata são relatados na literatura a presença de b-sitosterol and kanferol-3,7-diramnosídeo⁶.

O presente trabalho registra os resultados do estudo fitoquímico das folhas e flores de B. forficata, descrevendo o isolamento e a identificação de kanferol (1) e de cinco flavonóides glicosilados (2-6) contendo os flavonóis kanferol e quercetina como agliconas. As estruturas dos compostos foram estabelecidas por métodos químicos e espectroscópicos, principalmente técnicas uni- (1D) e bidimensionais (2D) de RMN de ¹H e de ¹³C.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

O fracionamento cromatográfico em sílica gel dos extratos em AcOEt e n-BuOH das folhas de B. forficata levou ao isolamento do b-sitosterol, kanferol (1), 3,7-di-O-a-L-ramnopiranosilkanferol (3), 3,7-di-O-a-L-ramnopiranosilquercetina (4), 3-O-[b-D-glucopiranosíl-(1®6)-a-L-ramnopiranosil]-7- O-a-L-ramnopiranosilkanferol (5) e 3-O-[b-D-glucopiranosil-(1®6)-a-L-ramnopiranosil] -7-O-a-L-ramnopiranosilquercetina (6). O glicosídeo 7-O-a-L-ramnopiranosilkanferol (2) foi obtido a partir do fracionamento cromatográfico do extrato em n-BuOH das flores.

Os espectros de massas das substâncias glicosiladas 2-6 não revelaram a presença de fragmentos correspondentes aos íons moleculares, notando-se em todos estreita semelhança com o do kanferol ([M]^.+ 286, C₁₅H₁₀O₆). Nos EM de 2-6 o pico base de m/z 286 representa a unidade aglicona com fórmula molecular C₁₅H₁₀O₆. Nos espectros de IV observaram-se absorções de sistemas aromáticos (n_max 1600, 1500 cm^-1), de função carbonila envolvida em ponte de hidrogênio intramolecular (n_max 1650 cm^-1) e intensas e largas absorções para grupos hidroxílicos (n_max 3400 cm^-1) sugerindo a presença de açúcares. A natureza glicosídica destas substâncias foi indicada pelo número de sinais oximetilênicos e oximetínicos observados nos espectros de RMN de ¹H e de ¹³C, e confirmada pelos espectros 2D de correlação homonuclear (COSY) e heteronuclear (¹H-¹³C-HMQC e ¹H-¹³C-HMQC), permitindo caracterizar as estruturas destes glicosídios como 2-6.

A unidade aglicônica dos glicosídeos 2, 3 e 5 foi caracterizada como 3,4',5,7-tetraidroxiflavona (kanferol) através da análise dos espectros de RMN ¹H, reconhecendo-se os sinais de sistemas AB, correspondente a dois átomos de hidrogênio que mantêm entre si relação meta e atribuídos aos hidrogênios H-6/H-8 [d_H 6,49/6,77; d; J = 2,2 Hz (2); 6,41/6,81; d; J = 1,8 Hz, (3); 6,44/6,79; sl, (5)] e AA'BB' típico de anel B de flavonóides p-dissubstituído [d_H 7,78 e 6,91; d; J = 8,8 Hz (2); 8,07 e 6,92; d; J=8,8 Hz (3); 8,08 e 6,86; d; J = 8,8(5)]. A análise por CCF dos produtos da hidrólise ácida com solução alcóolica a 10% de HCl dos glicosídeos 2 e 3 revelou a presença de kanferol e ramnose e a hidrólise de 5 resultou em kanferol, ramnose e glicose.

A fórmula molecular C₂₁H₂₀O₁₀ do glicosídeo 2 foi deduzida pela comparação dos espectros de RMN ¹³C {¹H} (1D) e 2D HMQC, permitindo reconhecer os sinais correspondentes aos átomos de carbono não hidrogenados (nove carbonos sp²), metínicos (quatro sinais representando seis carbonos sp² e cinco sp³ oxigenados, entre eles um anomérico em d_C 98,94 correlacionado com o sinal em d_H 5,54, singleto largo, no espectro HMQC) e metílico (grupo metila da ramnose em d_C 17,94 correlacionado com o sinal em d_H 1,12 , dubleto com J = 6,2 Hz, no HMQC). A presença de uma unidade ramnopiranose foi confirmada pela análise dos demais sinais dos espectros de RMN¹H e RMN¹³C (Tabela 1). A localização desta unidade estrutural no átomo de oxigênio ligado ao carbono C-7 da aglicona baseou-se nos seguintes dados espectrais: a) o deslocamento químico do hidrogênio anomérico em d_H 5,54 (d, J = 1,8 Hz, hidrogênio H-1 da unidade ramnopiranose em posição equatorial) revelou-se compatível com a localização do açúcar na posição 7-OH, que foi confirmada pela interação heteronuclear deste hidrogênio (³J_CH) com o C-7 (d_C 161,42) revelada pelo espectro 2D HMBC (Tabela 2); b) o sinal em d_H 12,45 no espectro de RMN¹H indicou a presença de HO-5, posição de absorção típica de hidroxila quelatogênica em anel de seis membros; c) o sinal de hidroxila em d_H 10,10 foi atribuído ao grupo hidroxila 4'-OH pelo acoplamento heteronuclear a longa distância (³J_CH) com os carbonos CH-3' e CH-5' (d_C 115,48) observado no espectro HMBC (Tabela 2), onde também se observa correlação entre o hidrogênio 9,44 ppm (HO-3) e o carbono C-2 (d_C 147,50). Assim, a atribuição dos deslocamentos químicos dos átomos de carbono (Tabela 1) e hidrogênio, baseada nas análises detalhadas dos espectros 1D e 2D de RMN, e a comparação com os dados da literatura¹² permitiram definir a estrutura deste glicosídio como 7-O-a-L-ramnopiranosilkanferol (2), anteriormente isolado de Platanus acerifolia¹¹.

Após a caraterização e a atribuição dos deslocamentos químicos dos átomos de hidrogênio (d_H) e carbono (d_C) de 3 (Tabela 1), anteriormente isolado nesta espécie⁶, verificou-se a existência de sinais adicionais nos espectros de RMN¹H e ¹³C, que permitiram postular a presença de 3,7-di-O-a-L-ramnopiranosílquercetina (4), presente em menor percentagem. Os deslocamentos químicos dos sinais de átomos de hidrogênio em d_H 6,43 (d, J = 2,1 Hz, H-6), 6,77 (d, J = 2,1 Hz, H-8), 6,74 (d, J = 1,7 Hz, H-2'), 6,87 (d, J = 8,3 Hz, H-5') e 7,28, (dd, J = 8,3 e 1,7 Hz, H-6') e de carbono em d_C 120,58 (C-1'), 115,72 (CH-2'), 145,23 (C-3'), 148,61 (C-4'), 114,91 (CH-5') e 121,21 (CH-6') observados nos espectros de RMN¹H e RMN¹³C, respectivamente, permitiram deduzir a estrutura 4. A análise por CCF também revelou a presença de um componente minoritário com Rf menor que o Rf de 3, justificando-se a maior polaridade de 4 pela presença de uma hidroxila no átomo de carbono C-3'.

O composto 5 foi caracterizado como um kanferol triglicosilado. As três unidades glicosídicas foram identificadas como duas ramnoses e uma glicose com base nos dados espectrais de RMN ¹H e RMN ¹³C. A presença de uma unidade a-L ramnopiranosídica ligada ao oxigênio do carbono C-7 foi deduzida pelos sinais em d_H 5,54 (singleto largo, H-1R1, hidrogênio H-1 da ramnose em posição equatorial) e d_C 161,61 atribuído ao C-7, como observado em 2 e 3. A confirmação veio do espectro HMBC (Tabela 2) através do acoplamento heteronuclear (³J_CH) entre o hidrogênio anomérico H-1R1 (d_H 5,54) e o carbono C-7 (d_C 161,61). A caracterização e a localização da unidade diglicosídica a-L-ramnopiranosil-(1®6)-b-D-glicopiranosil no átomo de oxigênio do carbono C-3 está fundamentada nas seguintes observações: a) o deslocamento químico do átomo de carbono C-2 (d_C 157,05) revelado pelo espectro de RMN¹³C sugeriu a presença de glicosídeo em C-3, como observado em 3 (Tabela 1); b) a correlação a longa distância entre o hidrogênio anomérico H-1G (d_H 5,34, d, J = 7,7 Hz, hidrogênio da glicose em posição axial) e o carbono C-3 (d_C 133,53, ³J_CH), observada no espectro HMBC (Tabela 2), permitiu definir a ligação 3-O-b-D-glicopiranosila; c) o deslocamento químico do átomo de carbono metilênico CH₂-6G (d_C 65,25) permitiu a localização da unidade ramnose restante neste átomo de carbono, já que o sinal de grupo hidroximetilênico livre de uma unidade glicopiranosila aparece em torno de d_C 62¹²; d) o espectro HMBC (Tabela 2) revelou a interação heteronuclear do hidrogênio anomérico H-1R2 (d_H 4,39, singleto largo de hidrogênio em posição equatorial) da ramnose com o carbono CH₂-6G (d_C 65,25) da glucose. Assim, esta estrutura pode ser caracterizada como sendo 3-O-[a-L-ramnopiranosil-(1®6)-b-D-glucopiranosil]-7- O-a-L-ramnopiranosilkanferol (5) e os deslocamentos químicos de RMN de ¹³C indubitavelmente atribuídos. Embora esta estrutura já tenha sido descrita anteriormente como constituinte de Lens esculenta¹³, não foram encontrados dados de RMN de ¹³C descritos.

O espectro de RMN¹H de 5 mostrou a presença de sinais adicionais correspondentes a um componente minoritário contendo a quercetina como aglicona. Esta dedução baseou-se na presença dos sinais em d_H 6,42 (d, J = 2,2 Hz, H-6), 6,75 (d, J = 2,2 Hz, H-8), 7,57 (d, J = 2,2 Hz, H-2'), 6,82 (d, J = 8,4 Hz, H-5') e 7,67 (dd, J = 8,5 e 2,1 Hz, H-6') observados no espectro de RMN ¹H e na análise por CCF, que revelou a presença de componente em menor percentagem com menor Rf. Estes resultados permitem postular a presença de 3-O-[a-L-ramnopiranosil-(1®6)-b-D-glucopiranosil]-7- O-a-L-ramnopiranosilquercetina (6).

A identificação do kanferol e do glicosídeo 3 foi realizada por comparação direta dos dados de ressonância com a literatura^14,15.

Neste trabalho foram caracterizados quatro flavonóides glicosilados 2, 4, 5 e 6 e o kanferol que estão sendo descritos pela primeira vez como constituintes de B. forficata e são apresentados os dados de ressonância ainda não descritos para o glicosídeo 5.

PARTE EXPERIMENTAL

Procedimento geral

Os PF foram determinados em um aparelho da Microquímica APF-301 sem correções. Os espectros IV foram registrados em pastilhas de KBr em um espectrofotômetro Perkin Elmer FT 16PC. Os espectros de RMN ¹H e ¹³C foram obtidos em um espectrômetro Bruker DRX 600 (¹H: 600 MHz; ¹³C: 150 MHz) a 300 ^oK; os programas padrões de pulso com gradiente de campo INVIETGSSI e INV4GSLPLRND da Bruker foram usados para obtenção dos espectros 2D HMQC e HMBC, respectivamente; os experimentos foram ajustados para constantes de acoplamento de 140 e 7,7 Hz, respectivamente, usando-se probe multinuclear de 5 mm ("triple resonance inverse probehead"), tetrametilsilano como padrão interno e DMSO-d₆ como solvente. Os espectros de massa obtidos por impacto de elétrons a 70 eV foram registrados em um espectrômetro Shimadzu CG-MS-QP-2000.

Material vegetal

As folhas e flores de Bauhinia forficata foram coletadas na cidade de Orleans (Santa Catarina) em Novembro de 1998. A planta foi identificada pelo Prof. D. de B. Falkenberg do Departamento de Botânica da Universidade Federal de Santa Catarina, Florianópolis, SC, Brasil, onde uma exsicata da espécie foi depositada sob o número FLOR-31271.

Preparação do extrato bruto e frações

As folhas (960 g) e flores (200 g) secas e trituradas foram extraídas separadamente por maceração exaustiva com EtOH:H₂O (7:3) à temperatura ambiente. Os extratos hidroalcoolicos foram evaporados sob pressão reduzida a 50 °C até ¼ de seus volumes iniciais e mantidos em repouso por dois dias a 4 °C. Em seguida, estas soluções e os filtrados foram submetidos a sucessivos particionamentos com n-hexano, CH₂Cl₂, AcOEt e n-ButOH. O solvente de cada fase orgânica foi evaporado para a obtenção dos respectivos extratos das folhas e flores.

Isolamento dos flavonóides das folhas e flores

O extrato em AcOEt das folhas (16,13 g) foi submetido à cromatografia em coluna (CC) de sílica gel usando como eluente misturas de polaridade crescente de n-hexano/AcOEt/MeOH, obtendo-se frações de 100 mL. A fração 9 foi recristalizada em metanol e forneceu 10 mg de b-sitosterol. As frações 70-84 e 94-98 forneceram 1 (20 mg) e 3 (83 mg), respectivamente, após recristalizações com AcOEt. O extrato em n-BuOH das folhas (11,80 g) foi submetido ao mesmo procedimento descrito acima, recolhendo-se 25 frações de 100 mL; as frações 9-16 forneceram 5 (25 mg) após recristalização em AcOEt. O extrato em n-BuOH das flores (6 g) foi também fracionado em CC de sílica, usando-se o mesmo procedimento aplicado para as frações acima descritas. Foram coletadas 54 frações de 100 ml. As frações 27 a 33, reunidas com base na análise por CCF, após sucessivas recristalizações com AcOEt forneceram 2 (8,5 mg).

Hidrólise ácida

Cada um dos glicosídeos 2, 3 e 5 foram dissolvidos em EtOH-10% HCl e refluxados por 2 h. A mistura resultante foi diluída com água e extraída com EtOAc. Os açúcares foram identificados na fase aquosa por CCF (Si Gel tamponada com acetato de sódio 0,02M; CHCl₃-MeOH 3:2; revelador: anizaldeído-sulfúrico) e comparação com amostras autênticas.

Kanferol (1): sólido amorfo amarelo. PF: 278-280 °C. IV n_máx cm^-1: 3384, 1660, 1610, 1514, 1494. EMIE m/z (int. rel) 286 (100 [M]^.+). RMN¹H e ¹³C (CDCl₃): Tabela 1.

7-O-a-L-ramnopiranosilkanferol (2): sólido amorfo amarelo. PF: 208,4-209,5 °C. IV n_máx cm^-1: 3322, 1658, 1590, 1554, 1496. EMIE m/z (int. rel) 286 (100 [M]^.+). RMN¹H e ¹³C (DMSO-d₆): Tabelas 1 e 2.

3,7-di-O-a-L-ramnopiranosilkanferol (3): sólido amorfo amarelo. PF: 198,5-201,3 °C. IV n_máx cm^-1: 3340, 1650, 1592. EMIE m/z (int. rel) 286 (100 [M]^.+). RMN¹H e ¹³C (DMSO-d₆): Tabela 1.

3-O-[a-L-ramnopiranosil-(1®6)-b-D-glucopiranosíl]-7-O-a-L-ramnopiranosilkanferol (5): sólido amorfo amarelo. PF: 184-190 °C. IV n_máx cm^-1: 3376, 1656, 1592, 1546, 1488. EMIE m/z (int. rel) 286 (100 [M]^.+). RMN¹H e ¹³C (DMSO-d₆): Tabelas 1 e 2.

AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem ao Prof. D. de B. Falkenberg do Departamento de Botânica da Universidade Federal de Santa Catarina pela identificação da planta, ao Departamento de Bioquímica da Universidade Federal do Rio de Janeiro pelas facilidades oferecidas para a utilização do aparelho Bruker de RMN e ao CNPq, CAPES e FAPERJ pelos auxílios e bolsas concedidos.

Recebido em 5/4/02

Aceito em 6/2/03

Referências bibliográficas

• 1. Martins, R. E.; Castro, D. M.; Castellani, D. C.; Dias, J. E.; Plantas Medicinais, Ed. UFV : Viçosa, 1998, p. 155.
• 2. Achenbach, H.; Stocker, M.; Constenla, M. A.; Phytochemistry 1988, 27, 1835.
• 3. Juliane, C.; Rev. Med. Pharm. Chim. Phys 1931, 2, 165.
• 4. Juliane, C.; Rev. Sudam Endocri. Immol. Quimiot 1931, 14, 326.
• 5. Costa, O. A.; Rev. Flora Medicinal 1945, 9, 15.
• 6. Silva, K. L.; Biavatti, M. W.; Leite, S. L.; Yunes, R. A.; Delle Monache, F.; Cechinel, V.; Z. Naturforsch. 2000, 55, 478.
• 7. Yadava, R. N.; Tripathi, P.; Fitoterapia 2000, 71, 88.
• 8. Kuo, Y.; Yeh, M.; Huang, S.; Phytochemistry 1998, 49, 2529.
• 9. Viana, E. P.; Santa-Rosa, R. S.; Almeida, S. S. M. S.; Santos, L. S.; Fitoterapia 1999, 70, 111.
• 10. Salatino, A.; Salatino, M. L. F.; Giannasi, D. E.; Biochem. Syst. Ecol 2000, 28, 545.
• 11. Kaouadji, M.; Phytochemistry 1990, 29, 2295.
• 12. Agrawal, P. K.; Phytochemistry 1992, 31, 3307.
• 13. EI-Negoumy, S. I.; EI-Sayed, N. H.; Mabry, T. J.; Rev. Latinoamer. Quim. 1987, 18, 88.
• 14. Agrawal, P. K.; Bansal, M. C. Em Carbon-13 NMR of Flavonoids; Agrawal, P. K, ed.; Elsevier: Amsterdam,1989.
• 15. Aragão, P. C. de A.; de Toledo, J. B.; Morais, A. A.; Braz-Filho, R.; Quim. Nova 1990, 13, 254.

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  04 Ago 2003
• Data do Fascículo
  Ago 2003

Histórico

• Aceito
  06 Fev 2003
• Recebido
  05 Abr 2002