Monitoramento da sensibilidade de Corynespora cassiicola aos fungicidas bixafem e fluxapiroxade

Sensitivity monitoring of Corynespora cassiicola to bixafen and fluxapyroxad fungicides

RESUMO

A mancha-alvo na cultura da soja, causado pelo fungo Corynespora cassiicola, pode ser controlada pela aplicação de fungicidas. O grupo mais recente de fungicidas sítio-específicos registrados são os inibidores da succinato desidrogenase (ISDH). No entanto, aplicações excessivas podem contribuir para a seleção de populações menos sensíveis. Este estudo teve como objetivo avaliar a sensibilidade de 54 isolados de C. cassiicola aos fungicidas ISDH, bixafem e fluxapiroxade. Isolados de C. cassiicola foram obtidos de folhas de soja (n=53) e algodão (n=1), coletadas em cinco regiões produtoras, de 2014 a 2018. Para determinar a concentração efetiva para redução de 50% do crescimento fúngico (CE₅₀) foi utilizada o método da microtitulação colorimétrica. Os valores de CE₅₀ variaram de 0,02 μg mL^-1 a 37,80 μg mL^-1 para bixafem e de <0,0125 μg mL^-1 a 44,40 μg mL^-1 para fluxapiroxade, indicando a ocorrência de isolados de C. cassiicola com menor sensibilidade aos fungicidas avaliados. Isolados com maior e menor sensibilidade foram encontrados no mesmo local de coleta, sendo importante a adoção de estratégias antirresistência para evitar o aumento de populações menos sensíveis.

Palavras-chave
controle químico; mancha-alvo; carboxamida; resistência

ABSTRACT

Soybean target spot, caused by the fungus Corynespora cassiicola, can be controlled with fungicide application. Succinate dehydrogenase inhibitors (SDHI) are the most recently registered group of site-specific fungicides. However, excessive use of these fungicides can contribute to the selection of less sensitive populations of the fungus. The current study aimed to assess the sensitivity of 54 C. cassiicola isolates to the SDHI fungicides bixafen and fluxapyroxad. The isolates were obtained from soybean (n=53) and cotton (n=1) leaves collected in five producing regions from 2014 to 2018. To determine the half-maximal effective concentration (EC₅₀), the colorimetric microtiter plate assay was adopted. The EC₅₀ values ranged from 0.02 μg mL^-1 to 37.80 μg mL^-1 for bixafen and from <0.0125 μg mL^-1 to 44.40 μg mL^-1 for fluxapyroxad, indicating the presence of C. cassiicola isolates with lower sensitivity to the tested fungicides. Isolates showing increased and reduced sensitivity were found in the same sampling site, which emphasizes the importance of adopting anti-resistance strategies to prevent the increase in less sensitive populations.

Keywords
chemical control; target spot; carboxamide; resistance

Corynespora cassiicola (Berk. & M.A. Curtis) C.T. Wei infecta mais de 530 espécies de plantas, em 380 gêneros, incluindo monocotiledôneas e dicotiledôneas. O fungo pode ser encontrado em folhas, caules e raízes de plantas e cistos de nematoides (³). Na cultura da soja, o fungo causa a doença conhecida como mancha-alvo. Os sintomas típicos são observados nas folhas, iniciando por pontuações pardas, com halo amarelado, evoluindo para manchas circulares, de coloração castanho-clara a castanho-escura. Dependendo da reação da cultivar, as lesões podem atingir até 2 cm de diâmetro ou permanecer pequenas (1 mm a 3 mm), mas em maior número. Normalmente, as manchas apresentam pontuação no centro e anéis concêntricos de coloração mais escura, podendo também ocorrer manchas em pecíolos, hastes e vagens (⁷). A doença é favorecida por chuvas bem distribuídas. O dano ocorre pela desfolha precoce. Cultivares suscetíveis podem apresentar perdas de até 40% de produtividade (⁴).

As estratégias de manejo recomendadas para essa doença são a utilização de cultivares resistentes ou tolerantes, o tratamento de sementes, a rotação ou sucessão de culturas com milho e outras espécies de gramíneas e o controle químico com fungicidas (⁷).

No Brasil, o uso de fungicidas na cultura da soja foi intensificado após a introdução da ferrugem-asiática da soja. Esse uso intensivo de fungicidas na cultura tem selecionado populações de fungos menos sensíveis ou resistentes aos diferentes grupos de fungicidas sítio-específicos (⁶, ¹⁰, ¹⁴, ¹⁷). Para C. cassiicola, a resistência aos fungicidas inibidores de quinona externa (IQe) vem sendo relatada desde 2014 nas principais regiões produtoras de soja no Brasil, em número significativo de amostras, em razão da presença da mutação G143A, que confere resistência completa (¹², ⁶).

Fungicidas inibidores da succinato desidrogenase (ISDH) foram descritos pela primeira vez há mais de 50 anos. Em contraste com a primeira geração de fungicidas ISDH que apresentava limitado espectro de ação, novos ingredientes ativos nessa classe, como boscalida, fluopiram e fluxapiroxade apresentam atividade contra várias espécies de fungos (², ¹⁶). Os fungicidas ISDH interrompem a respiração fúngica, bloqueando o transporte de elétrons do grupo heme para ubiquinona. A enzima SDH consiste em quatro subunidades, A, B, C e D. A resistência aos fungicidas ISDH é multi-monogênica, sendo descritas várias mutações nas subunidades sdhB, sdhC e sdhD, dentro ou perto do local de ligação da ubiquinona. Cada mutação pode levar a diferentes fatores de resistência entre os ISDHs (², ¹⁶).

Os fungicidas ISDH são eficientes contra vários fungos patogênicos, incluindo C. cassiicola (⁹). Em uma meta-análise conduzida com experimentos cooperativos realizados em diferentes regiões do Brasil de 2012 a 2016 na cultura da soja, as misturas de fluxapiroxade + piraclostrobina e epoxiconazol + fluxapiroxade + piraclostrobina apresentaram eficiência de controle para mancha-alvo de 76,2% e 75,7%, respectivamente (⁵). No entanto, os programas de monitoramento realizados no Brasil detectaram a partir de 2018 a presença das mutações C-N75S e B-H278Y em isolados com sensibilidade reduzida aos fungicidas ISDH, com aumento significativo da C-N75S e decréscimo da B-H278Y em 2022. Outras mutações foram detectadas em isolados incluindo sdh B-H278R, B-I280V e D-V152I (⁶).

Métodos rápidos de detecção são essenciais para evitar o uso de fungicidas com baixa eficiência. Um método rápido é a avaliação por meio de microtitulação colorimétrica (¹⁸, ¹⁹), no qual o fungo é adicionado a poços de uma microplaca contendo fungicidas em diferentes concentrações e seu crescimento é avaliado com espectrofotômetro. A microtitulação colorimétrica permite medir de forma automática o aumento da biomassa fúngica na presença do fungicida, facilitando assim a avaliação de um grande número de isolados simultaneamente. Esse método tem se mostrado eficiente na avaliação de isolados de C. cassiicola em relação aos grupos de fungicidas metil benzimidazol carbamatos (MBC), IQe e inibidores da desmetilação (IDM), conforme demonstrado no trabalho de Xavier et al. (²⁰).

Neste estudo, o objetivo foi avaliar a sensibilidade de isolados de C. cassiicola obtidos de folhas de plantas de soja coletadas em diferentes regiões produtoras aos fungicidas bixafem e fluxapiroxade (ISDH), utilizando o método de microtitulação colorimétrica.

MATERIAL E MÉTODOS

Os isolados foram obtidos a partir de folíolos de soja e um isolado de folha de algodão (CMES 1980) com sintomas de mancha-alvo, provenientes de plantas coletadas em diferentes regiões produtoras em 2014 (n=1), 2016 (n=1) e 2018 (n=50) (Tabela 1). Os isolados pertencem à Coleção de Microrganismos de Interesse para a Agricultura da Embrapa Soja (CMES). No total, foram utilizados 54 isolados de C. cassiicola, coletados em cincos estados brasileiros (Tabela 1). Dois desses isolados foram obtidos em 1997 e 1998, antes do uso intensivo de fungicidas na cultura da soja (Tabela 1). Os isolados, preservados em Castellani, foram repicados para placas contendo meio de cultura batata-dextrose-ágar (BDA) e mantidos em câmara de crescimento (BOD) a 25 °C por sete dias.

Tabela 1
Códigos de identificação dos isolados de Corynespora cassiicola presentes na Coleção de Microrganismos de Interesse para a Agricultura da Embrapa Soja (CMES), ano e local de coleta, concentração efetiva para inibir 50% do crescimento (CE₅₀ – μg mL^-1) pelo método de microtitulação colorimétrica para bixafem e fluxapiroxade.

Código do isolado	Ano	Município, Estado	bixafem	fluxapiroxade
CMES 312	1997	Itiquira, MT	0,11	0,75
CMES 313	1998	Nova Mutum, MT	0,02	0,69
CMES 1474	2014	Sinop, MT	3,7	5,7
CMES 1736	2016	Tangará da Serra, MT	15,8	22,5
CMES 1980	2018	Rio Verde, GO	33,8	4,3
CMES 1984	2018	Maracaju, MS	0,82	4,4
CMES 1985	2018	Maracaju, MS	0,12	1,5
CMES 1986	2018	Maracaju, MS	0,28	0,34
CMES 1988	2018	Campo Novo do Parecis, MT	0,27	<0,00625
CMES 1991	2018	Campo Novo do Parecis, MT	0,34	0,35
CMES 2000	2018	Campo Novo do Parecis, MT	0,35	0,34
CMES 2002	2018	Campo Mourão, PR	6,9	0,62
CMES 2004	2018	Bela Vista do Paraiso, PR	4,1	0,79
CMES 2005	2018	Bela Vista do Paraiso, PR	0,79	14
CMES 2007	2018	Bela Vista do Paraiso, PR	0,82	2,3
CMES 2011	2018	Lucas do Rio Verde, MT	0,71	0,19
CMES 2012	2018	Lucas do Rio Verde, MT	3,3	0,42
CMES 2013	2018	Primavera do Leste, MT	0,05	<0,00625
CMES 2014	2018	Primavera do Leste, MT	24,1	21,7
CMES 2015	2018	Primavera do Leste, MT	0,23	0,47
CMES 2016	2018	Primavera do Leste, MT	1,2	1,4
CMES 2017	2018	Primavera do Leste, MT	0,03	8,3
CMES 2018	2018	Primavera do Leste, MT	0,27	0,37
CMES 2024	2018	Primavera do Leste, MT	11,8	0,8
CMES 2025	2018	Primavera do Leste, MT	1,3	1,1
CMES 2026	2018	Primavera do Leste, MT	0,91	0,66
CMES 2027	2018	Primavera do Leste, MT	0,18	0,63
CMES 2029	2018	Diamantino, MT	21,7	23,3
CMES 2030	2018	Diamantino, MT	0,46	0,35
CMES 2031	2018	Diamantino, MT	30,8	25,9
CMES 2032	2018	Diamantino, MT	8,6	20,6
CMES 2035	2018	Diamantino, MT	30,2	30,1
CMES 2036	2018	Campo Mourão, PR	0,06	0,19
CMES 2037	2018	Campo Mourão, PR	0,75	0,75
CMES 2038	2018	Campo Mourão, PR	0,2	0,58
CMES 2039	2018	Campo Mourão, PR	0,32	0,81
CMES 2040	2018	Campo Mourão, PR	0,35	0,41
CMES 2041	2018	Itambé, PR	37,8	11,8
CMES 2044	2018	Doutor Camargo, PR	0,49	0,34
CMES 2045	2018	Doutor Camargo, PR	0,58	0,4
CMES 2046	2018	Doutor Camargo, PR	0,27	<0,00625
CMES 2047	2018	Doutor Camargo, PR	0,92	0,42
CMES 2053	2018	Chapadão do Sul, MS	3,9	1,7
CMES 2064	2018	Santa Fé, PR	0,99	2,2
CMES 2066	2018	Rolândia, PR	1,1	0,83
CMES 2072	2018	Rolândia, PR	3,5	<0,00625
CMES 2075	2018	Londrina, PR	0,39	0,38
CMES 2078	2018	Londrina, PR	3,2	44,4
CMES 2080	2018	Londrina, PR	26,9	38,3
CMES 2083	2018	Rondonópolis, MT	1,6	0,28
CMES 2084	2018	Bela Vista do Paraiso, PR	1	0,99
CMES 2085	2018	Bela Vista do Paraiso, PR	0,07	<0,00625
CMES 2086	2018	Bela Vista do Paraiso, PR	0,39	0,18
CMES 2088	2018	Tasso Fragoso, MA	1,2	0,98

Foram utilizados os ingredientes ativos fluxapiroxade (100 g i.a. L^-1) e bixafem (125 g i.a. L^-1) fornecidos pelas empresas BASF e Bayer, respectivamente, para avaliar a sensibilidade de C. cassiicola aos fungicidas ISDH, utilizando o método de microtitulação colorimétrica. Apesar de existirem mais ingredientes ativos do grupo dos ISDH com registro na cultura da soja, não se conseguiu obter amostras dos mesmos para os testes.

Para a instalação dos experimentos, os isolados de C. cassiicola foram repicados para placas de Petri contendo meio BDA, por 10 dias a 25ºC, em fotoperíodo de 12/12 horas de luz/escuro, em BOD. Após 10 dias, 8 mL de meio de cultura Yeast Bacto Acetate (YBA) (10 g de extrato de levedura, 10 g de bacto peptona, 20 g de acetato de sódio colocados em 500 mL de água destilada e autoclavados) foram adicionados à colônia fúngica. Em seguida, o micélio foi raspado com lâmina de vidro estéril para coletar os esporos de C. cassiicola. A suspensão de esporos obtida foi filtrada em gaze estéril e a concentração ajustada para 10⁵ esporos mL⁻¹ utilizando hemocitômetro.

Para determinar a sensibilidade dos isolados aos fungicidas foram utilizadas microplacas de poliestireno estéreis de 96 poços (Kasvi). Nas microplacas, foram adicionados os fungicidas fluxapiroxade e bixafem nas concentrações de 0; 0,0125; 0,05; 0,2; 0,8; 20; 40 e 100 µg mL^-1. Os fungicidas foram previamente preparados em solução estoque com água estéril na concentração de 300 µg mL^-1, com diluições seriadas até a obtenção das concentrações finais.

Foram adicionados 50 µL da suspensão de 10⁵ esporos mL^-1 em cada poço da microplaca, seguido da adição de 50 µL das diferentes concentrações dos fungicidas, num volume final de 100 µL. As concentrações finais dos fungicidas após a adição da suspensão foram de 0; 0,00625; 0,025; 0,1; 0,4; 10; 20 e 50 µg mL^-1. As concentrações foram distribuídas em linhas (8 concentrações) e os isolados em colunas, sendo realizadas 4 repetições por isolado (4 colunas). Em cada microplaca foi deixada uma testemunha (YBA + fungicida). As microplacas foram tampadas e envoltas por filme plástico, sendo em seguida colocadas em mesa agitadora a 150 rpm por uma hora, para permitir a mistura dos fungicidas com a suspensão de esporos. Posteriormente, as microplacas foram acondicionadas em câmara de crescimento a 25ºC, com fotoperíodo de 12/12 horas, durante um período de sete dias. Após esse período, a absorbância foi medida em leitor de microplacas (ASYS, Eugendorf, Áustria) no comprimento de onda de 540 nm. O valor da absorbância final foi calculado pela subtração da absorbância da amostra na testemunha (YBA + fungicida) da absorbância dos isolados com as doses dos fungicidas. Os experimentos foram repetidos duas vezes.

Para estimar as concetrações que inibiram o crescimento fúngico em 50% (CE₅₀), foram considerados apenas os dados de isolados que apresentaram inibição de crescimento menor que 100% em pelo menos quatro concentrações crescentes dos fungicidas. Os isolados que não apresentaram crescimento fúngico após uma das quatro primeiras doses foram considerados sensíveis. Para os isolados CMES 1736, CMES 1984, CMES 1985, CMES 1986, CMES 1991, CMES 2002, CMES 2017, CMES 2027, CMES 2036, CMES 2038, CMES 2041, CMES 2045, CMES 2046, CMES 2047, CMES 2061, CMES 2064, CMES 2072, CMES 2078, CMES 2080 e CMES 2084 foi considerada somente uma das repetições para estimativa da CE₅₀.

Os modelos de regressão não-linear probit, logit, Weibull 1 e Weibull 2 foram ajustados para identificar qual modelo melhor representava a relação entre as concentrações de cada fungicida e a absorbância. Quando as estimativas de CE₅₀ obtidas por diferentes modelos apresentavam divergências, análises gráficas dos resíduos foram realizadas para auxiliar na escolha do modelo final. Todas as análises foram conduzidas no ambiente R, utilizando o pacote drc (¹³).

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Para os isolados coletados em 1997 (CMES 312) e 1998 (CMES 313), os valores de CE₅₀ foram de 0,11 μg mL^-1 0,02 μg mL^-1 para bixafem e 0,75 μg mL^-1 e 0,69 μg mL^-1 para fluxapiroxade, respectivamente, mostrando sensibilidade aos dois ingredientes ativos. A CE₅₀ estimada dos isolados coletados a partir de 2014 variou de 0,03 μg mL^-1 a 37,80 μg mL^-1 para bixafem e <0,0125 μg mL^-1 a 44,40 μg mL^-1 para fluxapiroxade (Tabela 1). Para o fungicida bixafem 55,7% dos isolados apresentaram CE₅₀ abaixo de 1 μg mL^-1 e 15,3% dos isolados acima de 10 μg mL^-1. Para o fungicida fluxapiroxade 61,5% dos isolados apresentaram CE₅₀ abaixo de 1 μg mL^-1 e 17,3 % dos isolados acima de 10 μg mL^-1 (Tabela 1). Nenhum dos isolados apresentou crescimento em dose acima de 50 μg mL^-1.

Os isolados CMES 1736, CMES 2014, CMES 2029, CMES 2031, CMES 2035, CMES 2041 e CMES 2080 apresentaram valores de CE₅₀ > 10 μg mL^-1 para os dois ingredientes ativos. Os isolados CMES 1980 e CMES 2024 apresentaram valores de CE₅₀ > 10 μg mL^-1 apenas para bixafem e os isolados CMES 2005 e CMES 2078 valores de CE₅₀ > 10 μg mL^-1 apenas para fluxapiroxade . Padrões diferentes de sensibilidade também foram observados por Mackenzie (¹¹) ao avaliar a sensibilidade de 85 isolados de C. cassiicola obtidos de plantas de tomate a boscalida, pentiopirade, fluxapiroxade, benzovindiflupir e fluopiram, não sendo observada resistência cruzada completa entre os diferentes ISDHs. A resistência cruzada dos isolados aos fungicidas foi observada para benzovindiflupir e fluxapiroxade, assim como pentiopirade e fluxapiroxade, e também pentiopirade e benzovindiflupir. Para fluopiram não foi observada resistência cruzada com nenhum dos fungicidas avaliados. Boscalida apresentou a maior frequência de isolados com menor sensibilidade (79%) com elevada resistência cruzada com pentiopirade (73%).

A diferença de sensibilidade a diferentes fungicidas do grupo ISDH pode ocorrer pela natureza intrínsica do fungicida ou em razão das diferentes mutações no genoma do fungo (⁹, ¹⁵). Isolados de C. cassiicola com as mutações B-I280V ou B-H278Y exibiram fenótipos de resistência significativamente distintos. O isolado com a mutação B- I280V demonstrou resistência moderada ao fluopiram e baixa resistência à boscalida, enquanto o isolado com a mutação B-H278Y foi sensível ao fluopiram e altamente resistente à boscalida (¹⁵).

A redução da eficiência de fungicidas ISDH tem sido observada nos últimos anos em ensaios a campo no Brasil, apresentando varições entre as regiões (⁸). Neste estudo, foi possível observar diferentes níveis de sensibilidade entre os isolados obtidos de folhas de soja coletadas na mesma lavoura, como nos casos de Primavera do Leste, Diamantino e Londrina. Os programas de monitoramento realizados no Brasil detectaram a partir de 2018 a presença das mutações C-N75S e B-H278Y em isolados com sensibilidade reduzida aos fungicidas, com aumento significativo da C-N75S e decréscimo da B-H278Y em 2022 (⁶). No Brasil, os fungicidas ISDH fluxapiroxade, bixafem, benzovindiflupir, pidiflumetofen, impirfluxam e boscalida possuem registro para C. cassiicola em soja, em mistura com outros grupos de fungicidas (¹). Os fungicidas ISDH são considerados de risco médio a alto de resistência (⁶). Apesar de ser o grupo de fungicidas sítio-específicos mais recente na cultura da soja, além de C. cassiicola, também foi relatada a menor sensibilidade do fungo Phakopsora pachyrhizi Syd & P. Syd. a fungicidas ISDH no Brasil (¹⁷).

Os valores de CE₅₀ podem variar de acordo com o método e o meio de cultura utilizados. Mackenzie (¹¹), ao avaliar a sensibilidade de isolados de C. cassiicola a fungicidas ISDH nos meios de cultura YBA e BDA, observou que isolados identificados como resistentes a boscalida em BDA (> 100 μg mL^-1) apresentaram valores de CE₅₀ significativamente menores em YBA, variando de 2,52 μg mL^-1a 27,08 μg mL^-1. O mesmo autor observou na análise de dez isolados forte correlação de Pearson entre os valores da CE₅₀ obtidos a partir da utilização dos meios de cultura YBA e BDA para os fungicidas pentiopirade (r = 0,76), benzovindiflupir (r = 0,856) e fluopiram (r = 0,965). Para o fungicida fluxapiroxade, foi observada correlação de Pearson mais fraca (r = 0,683, p = 0,0295), porém a correlação de Spearman correspondente foi alta (ρ = 0,927, p ≤ 0,0001). Apesar das diferenças nas estimativas de CE₅₀, o autor concluiu que a sensibilidade de isolados de C. cassiicola pode ser distinguida em qualquer meio de cultura.

Nesse trabalho foi utilizado o método de microtitulação colorimétrica. Xavier et al. (²⁰) observaram correlação ao avaliar a sensibilidade de isolados de C. cassiicola aos fungicidas dos grupos dos IQe, IDM e MBC utilizando os métodos de crescimento micelial e microtitulação colorimétrica. No entanto, os valores de CE₅₀ obtidos pelo método de microtitulação foram em média 36 vezes menores para carbendazim e 288 vezes menores para o protioconazol, quando comparados aos valores obtidos pelo método de crescimento micelial. No método de microtitulação, os esporos fúngicos são completamente imersos na solução contendo o fungicida, o que difere do método de inibição de crescimento micelial em placas, onde apenas uma parte da colônia do fungo está em contato com o meio de cultura sólido contendo o fungicida (²⁰).

A utilização de fungicidas para controle da mancha-alvo é uma das estratégias mais utilizadas para evitar reduções de produtividade em cultivares suscetíveis. Entretanto relatos de casos de resistência do fungo C. cassiicola aos fungicidas sítio-específicos vêm aumentando. Nesse estudo foi observada variação na sensibilidade de C. cassiicola a fungicidas ISDH dentro do mesmo local de coleta. Dessa forma é importante que as recomendações de controle incluam estratégias antirresistência, como a utilização de fungicidas formulados em misturas de dois ou mais ingredientes ativos, evitando a repetição de aplicação com o mesmo fungicida, a associação com fungicidas multissítios e a limitação do número de aplicações de fungicidas ISDH na cultura com objetivo de reduzir a pressão de seleção e evitar o aumento de populações com menor sensibilidade aos fungicidas e falhas de controle.

AGRADECIMENTOS

À Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior - CAPES pela concessão da bolsa de pesquisa.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

• ¹
  Agrofit. Agrofit: consulta aberta. Brasília, DF: MAPA, c2023. Disponível em: https://agrofit.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons Acesso em: 12 jun. 2023.
  » https://agrofit.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons
• ²
  Avenot, H.F.; Michailides, T.J. Progress in understanding molecular mechanisms and evolution of resistance to succinate dehydrogenase inhibiting (SDHI) fungicides in phytopathogenic fungi, Crop Protection, Guildford, v.29, n.7, p.643-651, 2010.
• ³
  Dixon, L.J.; Schlub, R.L.; Pernezny, K.; Datnoff, L.E.; Host specialization and phylogenetic diversity of Corynespora cassiicola Phytopathology, St. Paul, v.99, n.9, p.1015-1027, 2009.
• ⁴
  Edwards Molina, J.P.; Paul, P.A.; Amorim, L.; da Silva, L.H.C.P.; Siqueri, F.V.; Borges, E.P.; Campos, H.D.; Venancio, W.S.; Meyer, M.C.; Martins, M.C.; Balardin, R.S.; Carlin, V.J.; Grigolli, J.F.J.; Belufi, L.M. R.; Nunes Junior, J.; Godoy, C.V. Effect of target spot on soybean yield and factors affecting this relationship. Plant Pathology, Hoboken, v.68, n.1. p.107-115, 2019.
• ⁵
  Edwards Molina, J.P.; Paul, P.A., Amorim, L.; da Silva, L.H.C.P.; Siqueri, F.V., Borges, E.P.; Campos, H.D.; Nunes Junior, J.; Meyer, M.C.; Martins, M.C.; Balardin, R.S.; Carlin, V.J.; Grigolli, J.F.J.; Belufi, L.M..R.; Godoy, C.V. Meta-analysis of fungicide efficacy on soybean target spot and cost–benefit assessment. Plant Pathology, Hoboken, v.68, n.1, p. 94-106, 2019.
• ⁶
  FRAC. Summary of annual Sensitivity Monitoring Brussels: FRAC, 2023. Disponível em: https://www.frac.info/knowledge-database/summary-of-annual-monitoring Acesso em: 12 jun. 2023.
  » https://www.frac.info/knowledge-database/summary-of-annual-monitoring
• ⁷
  Godoy, C.V. Target spot. In: Hartman, G.L.; Rupe, J.C.; Sikora, E.F.; Domier, L.L.; Davis, J.A.; Steffey, K.L. Compendium of soybean siseases and pests. St Paul: APS Press, 2015. p.62-63.
• ⁸
  Godoy, C.V.; Utiamada, C.M.; Meyer, M.C.; Campos, H. D.; Lopes, I. de O.N.; Tomen, A.; Mochko, A.C.R.; Dias, A.R.; de Farias, A.; Sichocki, D.; Moreira, E.N.; Konageski, F.T.; dos Santos, J.; Ascari, J.P.; Kudlawiec, K.; Belufi, L.M. de R.; Lima, L.A. de S.; da Silva, L.H.C.P.; Araújo Júnior, I.P.; Goussain Júnior, M.M.; Stefanelo, M.S.; Müller, M.A.; Martins, M.C.; Tormen, N.R.; Konageski. T.F. Eficiência de fungicidas para o controle da mancha-alvo, Corynespora cassiicola, na cultura da soja, na safra 2022/2023: resultados sumarizados dos ensaios cooperativos Londrina: Embrapa Soja, 2023. (Circular Técnica, 194).
• ⁹
  Ishii, H.; Miyamoto, T.; Ushio, S.; ; Kakishima, M. Lack of cross-resistance to a novel succinate dehydrogenase inhibitor, fluopyram, in highly boscalid-resistant isolates of Corynespora cassiicola and Podosphaera xanthii Pest Management Science, Hoboken, v.67, n.4, p. 474-482, 2011.
• ¹⁰
  Klosowski, A.C.; May-De-Mio, L.L.; Miessner, S.; Rodrigues, R.; Stammler, G. Detection of the F129L mutation in the cytochrome b gene in Phakopsora pachyrhizi Pest Management Science, Hoboken, v.72, n.6. p.1211-1215, 2016.
• ¹¹
  Mackenzie, K. J. Target spot of tomato in Florida: a current review and statewide characterization of respiration inhibitor fungicide sensitivity 2017. 107f. Thesis (Master of Science) - University of Florida, Flórida.
• ¹²
  Mello, F.E. de; Lopes-Caitar, V.S.; Xavier-Valencio, S.A.; Silva, H.P. da; Franzenburg, S.; Mehl, A.; Alexander-Verreet, J.; Balbi-Peña, M.I.; Marcelino-Guimarães, F.C.; Godoy, C.V. Resistance of Corynespora cassiicola from soybean to QoI and MBC fungicides in Brazil. Plant Pathology, Hoboken, v.71, n.2., p. 373-385, 2022.
• ¹³
  Ritz, C.; Baty; F.; Streibig, J.C.; Gerhard, D. Dose-Response Analysis Using R Plos One, San Francisco, v.10, n.12, e0146021, 2015.
• ¹⁴
  Schmitz, H.K.; Medeiros, A.C.; Craig, I.R.; Stammler, G. Sensitivity of Phakopsora pachyrhizi towards quinone-outside inhibitors and demethylation-inhibitors, and corresponding resistance mechanisms. Pest Management Science, Hoboken, v.70, n.3., p.378-388, 2014.
• ¹⁵
  Shi, Y.; Zhu, F.; Sun, B.; Xie, X.; Chai, A.; Li, B. Two adjacent mutations in the conserved domain of SdhB confer various resistance phenotypes to fluopyram in Corynespora cassiicola Pest Management Science, Hoboken, v.77, n.9 p.3980-3989, 2021.
• ¹⁶
  Sierotzki, H.; Scalliet, G. A review of current knowledge of resistance aspects for the next-generation Succinate Dehydrogenase Inhibitors fungicides. Phytopathology, St. Paul, v.103, n.9, p.880-887, 2013.
• ¹⁷
  Simões, K.; Hawlik, A.; Rehfus, A.; Gava, F.; Stammler, G. First detection of a SDH variant with reduced SDHI sensitivity in Phakopsora pachyrhizi Journal of Plant Diseases and Protection, Londres, v.125, n.1., p.21-26, 2018.
• ¹⁸
  Stammler, G.; Speakman, J. Microtiter method to test the sensitivity of Botrytis cinerea to boscalid. Journal of Phytopathology, Hoboken, v.154, n.7, p.508-510, 2006.
• ¹⁹
  Stammler, G.; Benzinger, G.; Speakman, J. A rapid and reliable method for monitoring the sensitivity of Sclerotinia sclerotiorum to boscalid. Journal of Phytopathology, Hoboken, v.155, p.746-748, 2007.
• ²⁰
  Xavier, S.A.; de Mello, F.E.; da Silva, H.P.; Canteri, M.G.; Koga, L.J.; Lopes, I.de O.N.; Godoy, C.V. Microtiter method to monitor Corynespora cassiicola and sensitivity of the pathogen to carbendazim, prothioconazole and pyraclostrobin, Crop Protection, Guildford, v.144, p.105554, 2021.

Editado por

Editor associado para este artigo: Paulo C. Ceresini

Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  01 Jul 2024
• Data do Fascículo
  2024

Histórico

• Recebido
  19 Jul 2023
• Aceito
  13 Set 2023